Comment extraire les caroténoïdes des microalgues?

Les caroténoïdes sont une classe de composés isoprénoïdes liposolubles largement présents dans diverses plantes, animaux et micro-organismes.......Ils servent d’antioxydants naturels dans les organismes et remplissent d’importantes fonctions physiologiques.......LA arecherche A amontré que les caroténoïdes possèdent l’efficacité dans la préventiSur leet le traitement des maladies humaines ainsi que l’amélioratiSur lede la santé humaine, comme la préventiSur ledes maladies cardiovasculaires, le traitement du cancer, l’amélioration de la vision, et l’amélioration de la fonction immunitaire. Ces dernières années, les caroténoïdes ont trouvé une application répandue dans l’industrie pharmaceutique, alimentaire, des suppléments de santé, des cosmétiques et des aliments pour animaux. La demande du marché mondial pour les caroténoïdes augmente à un taux annuel de 2,9 %, avec des projections atteignant 10 millions de tonnes d’ici 2017 [1]. Cependant, la plupart des caroténoïdes disponibles dans le commerce sont dérivés de la synthèse chimique, et leurs effets biologiques et leur innocuité ont fait l’objet d’un examen continu [2-3]. Avec l’amélioration continue de la sensibilisation à la santé, les caroténoïdes dérivés de matières premières naturelles gagnent en popularité parmi les consommateurs.

Ces dernières années, les microalgues ont suscité une attention croissante en tant que ressource durable et renouvelable pour la La productionde biocarburants. Cependant, la technologie des biocarburants à base de microalgues reste immature, et les coûts de production sont prohibitifs, empêchant les percées à l’échelle industrielle à ce jour. Certains chercheurs se sont concentrés sur la production d’autres produits à forte valeur ajoutée à partir de microalgues. Les microalgues sont considérées comme la meilleure source naturelle de caroténoïdes de valeur commerciale, et l’extractiondes caroténoïdes de microalgues offre des avantages significatifs: premièrement, les microalgues se développent rapidement, sont faciles à cultiver et conviennent à la Culture et cultureà grande échelle; Deuxièmement, les microalgues synthétisent une grande variété de pigments, tels que le β-carotène, la lutéine et l’astaxanthine; Et la bioactivité et les propriétés antioxydantes de ces pigments ont été confirmées; Enfin, la croissance des microalgues n’est pEn tant queaffectée par les changements saisonniers, ne rivalise pEn tant quepour les terres arables ou les ressources en eau douce, et les microalgues ont une grande adaptabilité, certaines espèces pouvant se développer et se reproduire dans les eaux usées [4-5]. Par conséquent, la recherche et le développement de caroténoïdes à partir de microalgues peuvent élargir les sources de caroténoïdes naturels, améliorer la valeur des espèces d’algues et apporter des avantages économiques importants.

Cependant, à l’heure actuelle, le coût de production élevé est la principale contrainte à la production commerciale de caroténoïdes microalgaux. La production de caroténoïdes à partir de microalgues comprend trois étapes: la culture des microalgues, la récolte des algues, l’extractionet la purification. Parmi celles-ci, la récolte d’algues et l’extractionde caroténoïdes sont les technologies clés qui déterminent les coûts de production. Cet article examine diverses technologies d’extractiondes caroténoïdes microalgues en se fondant sur la littérature publiée de sources nationales et internationales, dans le but de fournir une référence pour la recherche et le développement ultérieures sur les caroténoïdes microalgues.

1 souches microalgues riches en caroténoïdes communes à haut rendement

La recherche sur les microalgues comme source de caroténoïdes a commencé dans les années 1960. À ce jour, les espèces de microalgues riches en caroténoïdes appartiennent principalement à la division Chlorophyta, y compris Chlorella, Scenedesmus, Chlamydomonas, Dunaliella, Muriellopsis, et Haematococcus. Parmi ces espèces, DunaliellaSaline:et hématocoquePluvialis:ont été utilisées pour la production commerciale de β-carotène et d’astaxanthine. Les espèces courantes de microalgues produisant divers caroténoïdes et leur contenu sont indiqués dans le tableau 1.

2  Méthodes d’extractiondes caroténoïdes de microalgues

Au cours des dernières années, la façon d’extraire efficacement les caroténoïdes des matières premières microalgues est devenue un objectif clé de la recherche et de l’exploration par les chercheurs du monde entier. Le processus d’obtention des caroténoïdes à partir de microalgues comporte généralement les étapes suivantes: collecte de biomasse algale → séchage → perturbation cellulaire → extraction. Cependant, la collecte, le séchage et la perturbation cellulaire de la biomasse algale nécessitent une consommation d’énergie importante, ce qui entraîne des coûts de production élevés. Certains chercheurs ont amélioré les méthodes traditionnelles d’extractionen intégrant la récolte de microalgues, la rupture de la paroi cellulaire et l’extractionen un seul processus ou en omettant l’étape de séchage, ce qui simplifie les étapes opérationnelles, réduit la consommation d’énergie et abaisse les coûts de production. Actuellement, les principales méthodes utilisées pour extraire les caroténoïdes des microalgues sont: l’extraction par solvant organique, l’extraction par solvant sous pression, l’extraction par fluide supercritique/sous-critique, l’extraction dansSur placeet l’extraction en deux phases.

2.1 méthode d’extraction au solvant organique

La méthode traditionnelle d’extraction au solvant organique est l’une des méthodes les plus couramment utilisées pour extraire les caroténoïdes des microalgues. Cependant, certaines espèces d’algues produisant des caroténoïdes à haut rendement, comme Chlorella, Scenedesmuset Muriellopsis, ont des parois cellulaires extrêmement dures, ce qui rend la rupture de la paroi cellulaire difficile et entraîne souvent une extraction incomplète des caroténoïdes. Par conséquent, avant l’extraction des caroténoïdes à partir de microalgues, une perturbation de la paroi cellulaire est nécessaire, ou des méthodes d’extraction auxiliaires peuvent être utilisées pour effectuer simultanément des opérations de perturbation de la paroi cellulaire et d’extraction.

Cer et Al., et al.[15] ont extrait la lutéine de Scenedesmus almeriensis et ont comparé les effets de cinq méthodes différentes de perturbation de la paroi cellulaire (méthode de mortier à l’oxyde d’aluminium, broyage à billes, broyage à l’oxyde d’aluminium, perturbation par ultrasons et broyage à l’oxyde d’aluminium combiné à une perturbation par ultrasons) sur l’efficacité de l’extraction de la lutéine. Il a été constaté que la perturbation cellulaire avait une incidence significative sur l’efficacité d’extraction de la lutéine, la méthode optimale étant le broyage à billes d’oxyde d’aluminium pendant 5 minutes, atteignant un taux d’extraction de 98%, alors que le taux d’extraction des cellules non brisées n’était que de 40%.

Deenu et al. [16] ont optimisé les conditions de procédé pour extraire la lutéine de chlorellevulgaris en poudre en utilisant une extraction à 90% d’éthanol assistée par ultrasons. Dans des conditions optimales de puissance ultrasonique de 35 kHz, d’intensité ultrasonique de 56,58 W/cm², de température d’extraction de 37,7 °C, de temps d’extraction de 5 h et de rapport solid-liquide de 31 mL/g, la teneur en lutéine était de (3,16 ± 0,03) mg/g. Zhao Xiaoyunet al. [17] ont optimisé les conditions d’extraction de l’astaxanthine d’haematococcus pluvialis en utilisant des solvants organiques assistés par micro-ondes à fréquence variable (acétate d’éthyle: éthanol = 1:2; V /v). Avec un rapport liquide/solide optimal, la température d’extraction et le temps d’extraction sont respectivement 200:1,45 °C et 20 minutes. Le taux d’extraction de l’astaxanthine était de 36,88%. Cette étude a démontré que l’extraction par solvant organique mixte assistée par micro-ondes à fréquence variable peut augmenter rapidement le taux d’extraction de l’astaxanthine d’haematococcus pluvialis. Le tableau 2 résume les principes et les avantages/inconvénients de plusieurs méthodes couramment utilisées pour la perturbation de la paroi cellulaire des microalgues.

Les caroténoïdes présents dans les microalgues existent principalement sous deux formes: les esters libres et les esters d’acides gras [20]. Cependant, les caroténoïdes extraits à l’aide de solvants organiques contiennent souvent des impuretés telles que la chlorophylle et les huiles. La présence de ces substances affecte la pureté des caroténoïdes extraits et influe sur les étapes de traitement ultérieures. La Saponification d’échantillons de caroténoïdes libère non seulement des caroténoïdes liés, augmentant la teneur en caroténoïdes libres, mais élimine également efficacement les impuretés telles que la chlorophylle et les huiles, améliorant ainsi la pureté des échantillons de caroténoïdes extraits [21].

Les réactifs de Saponification sont généralement choisis comme un méthanol ou une solution aqueuse de KOH, qui peut être saponifiée à la température ambiante ou avec un chauffage approprié de l’échantillon pour raccourcir le temps de Saponification; Après saponification, l’extraction est effectuée à l’aide de solvants organiques à faible polarité tels que l’hexane ou l’éther de pétrole; Enfin, le produit d’extraction est lavé à l’eau pour éliminer le KOH. Cependant, la saponificationpeut endommager les caroténoïdes et réduire leur rendement d’extraction; Par conséquent, les conditions de saponification doivent être strictement contrôlées pour minimiser les pertes. Cer et al. [15] ont proposé un procédé d’extraction convenant à la production industrielle de lutéine à partir d’algues Scenedesmus almeriensis et ont optimisé les conditions d’extraction. Cette méthode consiste principalement en trois étapes: la rupture cellulaire, le traitement alcaldanset l’extraction au solvant. Les résultats d’optimisation ont montré que le prétraitement de la poudre d’algues avec broyage à billes d’oxyde d’aluminium pendant 5 minutes, suivi d’un traitement avec une solution de KOH à 4% p /v pour 100 g/L de biomasse d’algues pendant 5 minutes, et finalement l’extraction avec l’hexane du même volume que l’échantillon, avec six extractions, a permis d’obtenir un taux de récupération de la lutéine de 95%.

Si les méthodes d’extraction traditionnelles sont utilisées, des étapes telles que la récolte et le séchage sont nécessaires avant d’extraire les caroténoïdes des microalgues, ce qui augmente les coûts de production. Kang et al. [22] ont utilisé une nouvelle méthode d’extraction au solvant pour extraire l’astaxanthine libre d’haematococcus pluvialis. Cette méthode est divisée en deux étapes. Dans un premier temps, ils ont extrait l’astaxanthine et les esters d’astaxanthine du milieu de culture d’haematococcus pluvialis à l’aide de dodécane, puis ils ont séparé le dodécane du milieu de culture contenant des fragments cellulaires; Dans la deuxième étape, le dodécane a été mélangé en continu avec un volume égal de 0,02 mol/L de solution naoh-méthanol, au cours de ce processus, l’astaxanthine et ses esters dans la La phasedodécane transmettent en continu à la phase méthanol. Les esters d’astaxanthine sont convertis en astaxanthine libre par saponification dans la phase méthanol. Enfin, les deux phases sont séparées et la phase dodécane peut être réutilisée. Les taux d’extraction de l’astaxanthine dans les deux stades étaient respectivement de 95% et de 85% ou plus. Comparée à d’autres méthodes d’extraction, cette méthode élimine le besodansde récolte de microalgues, est simple à utiliser, faible consommation d’énergie, et a une valeur élevée de développement et d’application. Cependant, en raison de la volatilité et de la toxicité des solvants organiques, qui sont nuisibles à la santé humaine et à l’environnement, les solvants verts tels que les huiles végétales peuvent être utilisés pour remplacer les solvants organiques traditionnels pour extraire les caroténoïdes des microalgues.

Kang et al. [23] ont utilisé plusieurs huiles végétales courantes (huile de soja, huile de maïs, huile de pépins de raisdanset huile d’olive) pour extraire l’astaxanthine d’haematococcus pluvialis. A température ambiante, des volumes identiques d’huile végétale et de milieu de culture d’haematococcus pluvialis ont été mélangés, agités vigoureusement pour briser les cellules des algues et laissés se déposer pour séparer les deux phases. L’huile végétale a extrait l’astaxanthine des cellules d’algues, les cellules d’algues restant dans la phase inférieure et la phase huileuse atteignant un taux de récupération de plus de 88%. Cette méthode est respectueuse de l’environnement et préserve efficacement la stabilité et les propriétés naturelles de l’huile. Après extraction, des méthodes d’adsorption peuvent être utilisées pour séparer les caroténoïdes microalgues de l’huile végétale. Baharin[24] a utilisé deux types de résines d’adsorption macroporeuses pour adsorber les caroténoïdes de l’huile de palme. Après l’adsorption, l’adsorbant a été séparé de l’huile de palme, et les caroténoïdes sur l’adsorbant ont été désorbés à l’aide de la méthode d’extraction Soxhlet.

2.2 méthode d’extraction au solvant sous pression

L’extraction par liquide sous pression (PLE), également connue sous le nom d’extraction accélérée par solvant (ASE), est une nouvelle technique de prétraitement d’échantillons qui a trouvé une application répandue dans l’agriculture, l’alimentation, l’environnement et la médecine [25]. Le principe consiste à augmenter la solubilité des substances et l’efficacité de diffusion des solutés dans des conditions de haute température (50-200 °C) et de haute pression (500-3000 psi), améliorant ainsi l’efficacité d’extraction [26]. Comparé à d’autres méthodes d’extraction, PLE offre des avantages tels que le temps d’extraction court, la consommation réduite de solvant, l’efficacité d’extraction élevée, et l’automatisation élevée.

Castro-Puyana et al. [27] ont utilisé l’ple pour extraire les caroténoïdes de l’algue verte riche en huile Neochlorisoleoabundans, comparant simultanément l’efficacité d’extraction de l’ple à celle des méthodes traditionnelles avec solvant organique. Les résultats ont montré que dans des conditions d’extraction à 100% d’éthanol à 100°C pendant 20 minutes, le taux d’extraction des caroténoïdes était de 32,6 %, significativement plus élevé que celui obtenu avec l’acétone contenant 0,1 % (p /v) de butyl-hydroxytoluène, qui n’a donné que 28,3%.

Bien que la méthode PLE puisse atteindre un taux élevé d’extraction des caroténoïdes, Grima et al. [14] ont noté que cette méthode nécessite une température d’extraction élevée, ce qui peut faire en sorte que la chlorophylle dans les échantillons de microalgues se transforme en chlorophylle toxique appaurée en magnésium, ce qui influe sur l’activité des caroténoïdes extraits. Par conséquent, la méthode PLE présente certaines limites pour l’extraction des caroténoïdes des microalgues. Jaime et al. [28] ont utilisé la méthode PLE pour extraire les caroténoïdes d’haematococcus pluvialis et ont comparé l’activité antioxydante des caroténoïdes extraits à différentes températures (50, 100, 150, 200 °C). Les résultats ont montré que dans des conditions d’extraction à 100% d’éthanol pendant 20 minutes, le taux d’extraction des caroténoïdes augmentait avec les températures plus élevées, tandis que l’activité antioxydante des extraits diminuait en conséquence.

Cependant, Cha et al. [29] ont comparé les effets de la méthode PLE avec l’extraction traditionnelle au solvant, l’extraction Soxhlet, et l’extraction par ultrasons sur la teneur en caroténoïdes, la chlorophylle a, la chlorophylle b, et la chlorophylle a appauvri en magnésium et l’acide chlorophylle a appauvri en magnésium dans chlorellevulgaris. Ils ont constaté que comparativement à d’autres méthodes d’extraction, la méthode PLE a démontré une meilleure efficacité d’extraction pour les caroténoïdes et les chlorophylles. De plus, ils ont observé que lorsque la température d’extraction était de 160°C, la teneur en chlorophylle a appauvri le magnésium dans l’extrait était la plus faible, à (0,01 ± 0,00) mg/g, tandis que la méthode traditionnelle d’extraction au solvant, la méthode d’extraction Soxhlet, les méthodes d’extraction par ultrasons produisaient des teneurs en chlorophylle a appauvri le magnésium de 0,85 ± 0,09, 5,15 ± 0,59, et (2,15 ± 0,71) mg/g, respectivement. Ils ont supposé que cela était dû aux températures élevées (& > D’autres méthodes d’extraction ont été effectuées dans des conditions plus doux à des températures de 20 à 80 °C, où la chlorophyllase est demeurée active, accélérant ainsi la conversion de la chlorophylle en chlorophylle appauvrie en magnésium. Par conséquent, la méthode PLE est une technique d’extraction très prometteuse pour les pigments de microalgues.

2.3 méthode d’extraction de fluide supercritique/sous-critique

L’extraction de fluide supercritique (SFE) est une technologie d’extraction écologique qui utilise des fluides supercritiques comme solvants pour séparer les composants solubles du matériau cible. En raison de la faible viscosité et de l’excellente diffusivité des fluides supercritiques, l’efficacité d’extraction est plus rapide et plus efficace. En ajustant la densité du fluide supercritique, les composants actifs des microalgues peuvent être extraits sélectivement. Après extraction, en augmentant la température ou en réduisant la pression, le fluide supercritique est converti en un gaz commun et libéré, ne laissant aucun résidu de solvant dans les caroténoïdes extraits. La poudre d’algues extraite peut également être utilisée. Les fluides supercritiques présentent des avantages tels que l’ininflammabilité, la toxicité et la stabilité chimique, ce qui donne des produits plus sûrs.

Kitada et al. [30] ont utilisé du CO₂ supercritique pour extraire les caroténoïdes et la chlorophylle de Chlorella vulgaris, étudiant les effets de la pression d’extraction, de la température et des co-solvants (éthanol et acétone) sur la teneur en pigments de l’extrait, et ont comparé les résultats avec ceux de la méthode traditionnelle d’extraction Soxhlet.

L’étude a révélé que la pression et la température optimales d’extraction étaient de 50 MPa et 80°C. L’extraction supercritique de CO₂ peut extraire sélectivement la lutéine, mais le taux d’extraction est faible. L’ajout d’éthanol de 7,5 % comme co-solvant augmente efficacement la teneur en lutéine dans l’extrait, mais a également augmenté la teneur en chlorophylle, ce qui entraîne une plus faible pureté de la lutéine extraite. Par rapport à la méthode SFE, la méthode d’extraction Soxhlet présentait le taux d’extraction des pigments le plus élevé. En réponse, certains chercheurs ont proposé une solution plus efficace. Bing et al. [31] ont utilisé une extraction par fluide supercritique avec un procédé antisolvant (SFE) pour purifier la zéaxanthine de l’extrait brut obtenu par la méthode d’extraction Soxhlet de la microalgues Nannochloropsisoculata. Les résultats ont montré que la pureté de la zéaxanthine atteignait 93,8%. Cette méthode combine les avantages de l’extraction traditionnelle par solvant organique et le SFE tout en évitant efficacement les inconvénients des solvants organiques, tels que la toxicité et la faible pureté des extraits. Par conséquent, il possède un potentiel de développement important dans le domaine des caroténoïdes microalgaux.

L’extraction de fluide sous-critique (SFE) est une nouvelle technique d’extraction qui utilise des fluides sous-critiques comme extractants. Il transfère les composants lipophiles de la matière extractible à l’extracteur liquide par diffusion moléculaire, suivie de la séparation de l’extractif et du produit cible par un procédé d’évaporation sous vide. Les fluides sous-critiques sont des fluides au bord de l’état supercritique, avec une pression dépassant la pression au point critique et une température inférieure à la valeur critique, formant un liquide à haute pression. Par rapport aux fluides supercritiques, les fluides sous-critiques nécessitent des températures plus basses, plus proches de la température ambiante, éliminant ainsi le besoin d’équipement de chauffage, ce qui les rend plus économiquement viables en termes d’investissement d’équipement et de consommation d’énergie. De plus, à la même pression, le CO₂ sous-critique a une densité plus élevée et une solubilité plus forte que le CO₂ supercritique. À l’heure actuelle, il existe peu d’études sur l’extraction des caroténoïdes à partir de microalgues à l’aide de l’extraction par fluide sous-critique. Seuls Huang Xingxin et al. [32] ont effectué des recherches connexes. Ils ont utilisé la technologie de CO₂ sous-critique amélioré par ultrasons pour extraire la lutéine de chlorelle et ont étudié les conditions optimales du procédé, en déterminant les conditions optimales comme suit: température d’extraction 25°C, pression d’extraction 11 MPa, débit de fluide de 30 kg/h, dosage d’agent porteur (éthanol anhydre) de 1,5 mL/g, temps d’extraction de 3 heures et puissance ultrasonique de 750 W. Dans ces conditions, la teneur en lutéine extraite était de 68,85 mg/100 g de chlorelle en poudre.

2.4 méthode d’extraction In situ

L’extraction In situ se rapporte au mélange continu de liquide d’algues avec un solvant organique biocompatible pour extraire les caroténoïdes dans la phase de solvant organique tandis que les cellules de microalgues continuent à synthétiser les caroténoïdes, réalisant ainsi la culture simultanée de microalgues et l’extraction des caroténoïdes. Cela élimine la nécessité de récolter des microalgues, augmente le rendement en caroténoïdes et réduit les coûts de production.

Hejazi et al. [33] ont appliqué la méthode d’extraction in situ à la production de β-carotène à partir de Dunaliella salina. Après avoir cultivé des cellules de Dunaliella salina dans des conditions normales, elles ont été transférées dans un bioréacteur comme le montre la Figure 1. Une forte irradiation lumineuse induisait la production de grandes quantités de β-carotène, tandis que du dodécane était injecté en continu au fond de la solution algale. Dodécane extrait le β-carotène des cellules d’algues par la phase aqueuse, et finalement, sous l’action d’une pompe, dodécane a été recyclé de la phase supérieure vers le bas pour poursuivre le cycle. Des expériences ont démontré que sous une forte irradiation lumineuse et en présence de dodécane, Dunaliella salina pouvait encore survivre (>47 jours), bien que la croissance cellulaire ralentit, et le taux d’extraction du β-carotène dépasse 55%. Kleinegriset al. [34] ont étudié le mécanisme d’extraction in situ appliquée aux algues salines. Ils ont découvert que le contact entre les cellules d’algues salées et l’interface de phase eauorganique provoque la mort cellulaire, et la rupture cellulaire subséquente conduit à la libération de caroténoïdes, permettant au processus d’extraction de procéder efficacement.

Bien que la méthode d’extraction in situ puisse éliminer les étapes opérationnelles encombrantes des méthodes d’extraction traditionnelles, Kleinegris et al. [35] [traduction] ont constaté que le rendement en volume de β-carotène extrait de Dunaliella salina à partir de la méthode d’extraction in situ était relativement faible, à 8,3 mg/L· j, tandis que la méthode d’extraction traditionnelle donnait 13,5 mg/L· j. En outre, l’émulsification des solvants biphasiques et l’accumulation continue d’oxygène dans le bioréacteur inhibent la croissance de Dunaliella salina, tandis qu’une forte exposition à la lumière provoque la dégradation du β-carotène. Ces inconvénients entravent le développement ultérieur de la méthode d’extraction in situ.

2.5 Extraction aqueuse à deux phases (ATPE)

L’extraction aqueuse à deux phases (ATPE) a débuté dans les années 1960 et est une technologie très prometteuse de séparation solide-liquide. Semblable au principe général d’extraction eau-organique, il sépare les composants en fonction de leurs comportements de distribution différents entre deux phases. Les systèmes ATPE offrent de larges perspectives d’application dans l’extraction et la séparation de substances bioactives.

À l’heure actuelle, peu d’études ont examiné l’extraction des caroténoïdes à l’aide de l’atpe. Seuls Cisneros et al. [36] ont effectué des recherches pertinentes en utilisant des Chlorella protothecoides après la récolte pour étudier le comportement de distribution de la lutéine dans un système aqueux à deux phases de PEG-phosphate. Ils ont d’abord extrait la lutéine de la boue d’algues à l’aide d’éthanol à 30% du poids humide des algues, puis ont extrait l’extrait brut dans un système à deux phases composé de 22,9 % (p/p) de PEG 8000 et de 10,3 % (p/p) de phosphate à pH 7,0. Les résultats ont montré que la majorité des caroténoïdes étaient distribués dans la phase supérieure, avec des fragments de cellules algales dans la phase inférieure, et le rendement en caroténoïdes était de 81,0% ± 2,8%. Cette méthode offre une perspective plus large pour la recherche et le développement de méthodes d’extraction de caroténoïdes à partir de microalgues.

3   Perspectives d’avenir

Les microalgues sont riches en caroténoïdes, avec une teneur élevée et divers types, et ils possèdent des avantages tels que des cycles de culture courts, des conditions de culture faciles à contrôler, et la capacité de production continue, ce qui en fait une excellente source de caroténoïdes. Cependant, la préparation de caroténoïdes à partir de microalgues est un processus à coût élevé, ce qui limite considérablement la recherche et le développement de produits caroténoïdes à base de microalgues. Actuellement, l’extraction des caroténoïdes à partir de microalgues utilise principalement la perturbation cellulaire mécanique combinée à des solvants organiques. Cette méthode est simple à utiliser et facilement extensible pour la production industrielle mais nécessite une consommation importante d’énergie et de solvants organiques. Au cours des dernières années, avec le développement de nouvelles techniques d’extraction, telles que la méthode d’extraction par ultrasons, la méthode d’extraction par micro-ondes et la méthode d’extraction accélérée par solvant mentionnée précédemment, il a été possible d’améliorer efficacement les taux d’extraction des caroténoïdes, de réduire les temps d’extraction et de réduire la consommation de solvant à des degrés divers. Cependant, ces méthodes impliquent inévitablement l’utilisation de solvants organiques, qui ne sont pas respectueux de l’environnement.

En revanche, l’extraction de fluide supercritique/sous-critique est conforme aux principes de la «chimie verte», produisant des produits caroténoïdes avec une sécurité élevée. Cependant, cette méthode nécessite un équipement élevé et permet d’obtenir des taux d’extraction de caroténoïdes plus faibles que les méthodes à base de solvant. Toutes les méthodes susmentionnées nécessitent la récolte de la biomasse algale, ce qui augmente inévitablement les coûts de production. En revanche, l’extraction In situ peut efficacement éviter le processus de récolte, permettant la culture simultanée de microalgues et l’extraction de caroténoïdes, réduisant ainsi la consommation d’énergie et les coûts de production. Cependant, cette méthode en est encore à son stade de développement et fait face à des problèmes tels que les faibles taux d’extraction. En résumé, bien que des recherches approfondies et approfondies aient été menées sur l’extraction des caroténoïdes à partir de microalgues, avec quelques progrès réalisés, il n’existe actuellement aucune méthode qui possède simultanément une grande efficacité d’extraction, polyvalence, rapidité, respect de l’environnement et un faible coût.

Par conséquent, pour augmenter la production de caroténoïdes et réduire les coûts de production, le développement futur des caroténoïdes microalgues devrait se concentrer sur les domaines suivants: Deuxièmement, adopter des méthodes d’extraction appropriées, simplifier les étapes d’extraction, optimiser les processus d’extraction et réduire les coûts de production tout en améliorant continuellement les méthodes existantes; Faire de la recherche et développer de nouvelles technologies pour produire à l’échelle industrielle des caroténoïdes de microalgues; Troisièmement, utiliser les techniques modernes de génie génétique pour modifier les souches de microalgues et accélérer l’industrialisation de la production de caroténoïdes de microalgues. Avec le développement continu de nouvelles souches de microalgues et l’amélioration continue des procédés d’extraction, la production commerciale à grande échelle de caroténoïdes de microalgues n’est pas loin.

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