Comment produire de l’ubiquinol CQ10 par Fermentation?

CQ10, également connu sous le nom d’ubiquinone, avec un poids moléculaire relatif de 863,4, est une quinone liposoluble, chimiquement connu sous le nom de 2' 3-diméthoxy-5-méthyl-6-décyloisopentenylbenzoquinone.CoQ10Est une poudre cristalline jaune ou jaune orangé à température ambiante. CoQ10 est poudre cristalline jaune ou orange-jaune à la température ambiante, avec un point de fusiSur lede 49 ℃, inodore et insipide, et insoluble dans l’eau. La formule structurelle est la suivante.

En 1957, Crane a purifié le CoQ10 du myocarde bovine eta mesuré sa structure chimique, confirmant que le CoQ10 joue un rôle important en tant que transporteur redox dans la chaîne respiratoire des mammifères, en tant que transporteur d’électron liposoluble dans la chaîne respiratoire, en tant qu’élément générateur d’énergie cellulaire, et en tant qu’activateur naturel et antioxydant impliqué dans le métabolisme cellulaire. Par conséquent, le CoQ10 a un large éventail d’applications dans les soins cliniques et de santé, les cosmétiques et les soins de la peau, etc., et a été de plus en plus souligné par les gens [1].

Actuellement, il existe trois méthodes pour produire du CoQ10: l’extraction de tissus végétaux et animaux, la synthèse chimique et la fermentation microbienne. La méthode d’extraction de tissus animaux et végétaux se réfère principalement à l’extraction de produits à partir d’organes d’animaux ou de certains tissus végétaux. Yuan Yi [2] a utilisé cette méthode pour extraire le CoQ10 des coeurs de porc, mais le rendement des coeurs de porc frais n’était que de 75 mg/kg, et en raison de la limite de la source de matière première, le coût du produit était élevé et coûteux, et la production à grande échelle était limitée.

Des conditions difficiles et de nombreuses étapes caractérisent la méthode de synthèse chimique. En revanche, la production de CoQ10 par fermentation de micro-organismes est une méthode prometteuse, plus économique, facile à produire à grande échelle, facile à isoler et à purifier et facile à absorber par le corps humain.

1. Souches microbiennes produisant du CoQ10

La teneur en CoQ10 varie considérablement selon les souches, et le tableau ci-joint montre les souches microbiennes ayant une teneur relativement élevée en CoQ10, parmi lesquelles la teneur en CoQ10 chez Rhodobacter sphaericus et Rhodobacter sphaericus est relativement élevée. Ces bactéries photosynthétisantes appartiennent à l’ordre des rhodobactéries, qui est divisé en sous-ordres rhodobactéries et thiobactéries vertes, et le premier est divisé en familles rhodobactériaceae et rhodobactériaceae. Le premier est divisé en Rhodobacter sphaeroides et Rhodobacter sphaeroides. Rhodobacter sphaeroides et Rhodobacter podocarpus appartiennent à la famille des rhodobactériaceae, Rhodobacter sphaeroides est donc l’une des souches idéales pour la production de CoQ10.

Tableau des souches produisant du coq10 [4]

2. Mutagenèse des souches et Construction de bactéries d’ingénierie

En général, les souches de type sauvage ont un rendement faible et leur capacité de production est loin de répondre aux besoins de la production industrialisée, il est donc nécessaire de les modifier génétiquement en utilisant des techniques de mutation et de génie génétique.

2.1 sélection pour la régulation métabolique des souches

La voie de synthèse microbienne du CoQ10 est principalement divisée en deux voies: la synthèse de l’anneau aromatique et la biosynthèse de la chaîne latérale de l’isoprénoïde. Par conséquent, la régulation métabolique peut être effectuée en fonction de la voie de biosynthèse de l’anneau aromatique et de la chaîne latérale de l’isoprénoïde.

2.1.1 sélection de souches mutantes déficientes en nutriments

Selon le principe de régulation métabolique, il est possible d’augmenter la production de CoQ10 en affaiblissant ou en coupant les voies de ramivité du CoQ10 [5] (comme les voies de synthèse métabolique des composés aromatiques contenant des anneaux benzéniques, tels que la tyrosine, la phénylalanine et le tryptophane, qui partagent des précurseurs avec la synthèse du CoQ10). Liu Keshan [6] a utilisé Agrobacterium tumefaciens comme souche de départ et a examiné une souche mutante présentant des défauts doubles en tyrosine et en acide aspartique grâce à un double traitement de mutagenèse avec la nitrosoguanidine et le sulfate de diéthyle. La production de CoQ10 de la souche mutante a augmenté de 91,28% par rapport à la souche originale.

Zhang Yanjing [7] a utilisé Bulera pseu Doalba comme matériau pour étudier l’effet des additifs sur le rendement. Il a été constaté que l’huile de soja, la farine de soja, le jus de tomate et le jus de zeste d’orange augmentaient la production de CoQ10 en raison de leur teneur élevée en précurseurs pour la synthèse du CoQ10 et des caroténoïdes; Les feuilles de tabac et le bêta-carotène bloquent la voie de synthèse du bêta-carotène, ce qui entraîne une augmentation du flux métabolique de la synthèse du CoQ10 et une augmentation de la production de CoQ10. On voit que la synthèse du CoQ10 dans les micro-organismes est étroitement liée à la synthèse des caroténoïdes. Par conséquent, les souches caroténoïdes déficientes en nutriments peuvent être examinées comme des souches à haut rendement de CoQ10.

Olson et RunDey [8] ont développé une souche caroténoïde de bactéries photosynthétiques pour augmenter la teneur en CoQ10. YOSHIDA [9] a utilisé Ky-4113 comme souche de départ de bactéries du sang rouge, avec une teneur initiale en CoQ10 de 2,4mg /g de cellules souches, pour la multiplication par mutation. Les souches mutées à haut rendement CL-37, Co-22 et Co-22-11 présentant une carence en caroténoïdes ont été examinées, lesquelles ont augmenté respectivement de 88%, 150% et 263% par rapport à la souche initiale. Actuellement, le Japon a utilisé la souche mutante Co-22-11 pour la production de fermentation, et son rendement peut atteindre 770mg/L de bouillon de fermentation [10].

2.1.2 sélection de Mutants résistants à la dissuasion métabolique

La teneur en CoQ10 peut également être augmentée en éliminant les effets de rétroaction des inhibiteurs métaboliques sur la synthèse du CoQ10 ou son anabolisme connexe. Les analogues structurels de CoQ10 qui sont résistants à l’inhibition par rétroaction de la synthèse de CoQ10 comprennent la l-éthionine (un analogue structurel de la l-méthionine, le précurseur de la synthèse de CoQ10), la zoérythromycine, la vitamine K3, et certains composés aromatiques qui sont des analogues structurels de CoQ10 ou des inhibiteurs du système respiratoire [9].

Liu Kesuan[6] a utilisé Agrobacterium tume-faciens AGR1. 1416 comme souche de départ, et a utilisé la lumière ultraviolette (Uv), la l-méthyl-3-nitro-l-nitrosoguanidine et le sulfate de diéthyle comme mutagène, et a examiné les souches mutantes déficientes en nutriments en tyrosine, l’acide aspartique et résistantes aux analogues structuraux, tels que la vitamine K3 et l’éthylthionine, et a conçu une méthode simple, efficace et efficiente pour détecter la mutation de la tyrosine, de l’acide aspartique et des analogues structuraux, tels que la vitamine K3 et l’éthylthionine.

Les souches mutantes AGR0619 et AGR0610 ont été sélectionnées en criblant les souches déficientes en tyrosine et les souches mutantes résistantes aux analogues structuraux de la vitamine K3 et de l’éthionine, et un modèle de criblage simple, efficace et rapide a été conçu, et les souches mutantes AGR0619 et AGR0610 ont été obtenues, et les rendements de CoQ10 ont atteint 29,14 mg/L et 31,42 mg/L, respectivement, qui étaient l37,49% et l56,07% plus élevés que ceux des souches initiales.

YoshiDa a utilisé l’agrobactériumtumefaciens Ky-3085 comme bactérie de départ et l’a muté avec de la nitrosoguanidine pour obtenir les souches mutantes AU-55 et M-37, résistantes à l’érythromycine, à l’éthylthionine, à la vitamine K3, etc. L’au-55 a été cultivé en cuve de fermentation pendant 58 h et le rendement maximal était de 180 mg/L; La M-37 a été cultivée pendant 72 h avant d’être utilisée comme souche bactérienne de départ. Le temps de fermentation de l’au-55 était de 58 h en cuve de fermentation et le rendement maximal était de 180 mg/L. Le M-37 a été cultivé pendant 72 h pour atteindre ce niveau, comparativement au AU-55, qui a un temps de fermentation plus court, un rendement plus élevé et une plus grande tolérance à la concentration élevée de CoQ10.

L’actinomycine D (ActD) est un tératogène et un cancérogène, sa structure contient un anneau planaire de phénoxazine et deux pentapeptides cycliques, qui peuvent être insérés dans des molécules d’adn et inhiber sélectivement la transcription et la synthèse des protéines. Par conséquent, l’actd a une forte cytotoxicité, et l’ajout d’une certaine quantité d’actd au milieu de culture produira un effet stressant et toxique sur les cellules de la bactérie. COQ10 est une substance physiologiquement active qui peut améliorer l’immunité de l’organisme, et si nous pouvons obtenir une souche mutante résistante à l’action après la mutagénèse, il est possible d’augmenter la quantité d’accumulation intracellulaire de substances physiologiquement actives, telles que COQ10, dans la souche mutante.

Pan Chunmei[11] a utilisé RhizObiumradiObacter WSH2601 comme souche de départ et a utilisé la résistance à l’actinomycine D comme modèle de dépistage des souches mutantes produisant de fortes concentrations de coq10, et a obtenu des souches produisant de fortes concentrations de coq10 en combinant la mutagénèse avec la lumière UV et la nitrosoguanidine. Le rendement en COQ10 de la souche a été optimisé par des expériences en fiole agité, et le rendement final en COQ10 a atteint 34 mg/L, ce qui était 3,6 fois plus élevé que celui de la souche avant la mutagenèse et l’optimisation.

2.2 Construction de bactéries génétiquement modifiées

En utilisant des techniques de biologie moléculaire, les gènes d’enzymes clés impliqués dans la production de COQ10 sont introduits dans Escherichia coli par des vecteurs de gènes, augmentant le nombre de copies et l’expression efficace de ces gènes, améliorant ainsi la capacité de synthèse de COQ10. C’est l’approche fondamentale pour la construction de souches de fermentation pour la production de COQ10 par génie génétique.

L’étape limitant la vitesse dans la synthèse du COQ10 dans les cellules microbiennes est la réaction de condensation entre le précurseur de l’anneau de benzoquinone, l’acide p-hydroxybenzoïque (PHB), et la structure de la chaîne latérale, le polyisoprène pyrophosphate (PPP). L’enzyme catalyseur de cette réaction est l’acide p-hydroxybenzoïque polyisoprène pyrophosphate transférase [12]. Chez E. coli, cette enzyme est codée par le gène ubiA et ne nécessite pas de spécificité élevée de longueur de polymérisation pour les substrats de polyisoprène pyrophosphate à longue chaîne (PPP). Il a une spécificité relativement large pour la reconnaissance du substrat [13]; La formation du polyisoprène pyrophosphate à chaîne latérale est déterminée par le polyisoprène pyrophosphate synthase, qui catalyse la condensation du pyrophosphate de farnesyle (FPP) et du pyrophosphate d’isoprène (IPP) pour former le pyrophosphate de polyisoprène avec un certain degré de polymérisation, déterminant ainsi le type de coenzyme Q [14].

Chez E. coli, cette enzyme est codée par le gène isPB [15] et produit finalement du COQ8. Si le gène isPB est inactivé et qu’un gène exogène de polydécaisoprène pyrophosphate synthase est introduit, il est possible de construire un système de biosynthèse du COQ10 chez Escherichia coli.

Zhang An[16] a obtenu le gène de la polydécyléneepyrophosphate synthase (ddsA) du Gluconobacter oxytoca par amplification PCR et a récupéré les fragments nécessaires par digestion enzymatique. Le gène a été séquenné et s’est révélé être homologue à d’autres gènes de la pyrophosphate synthase de l’isopentenyl (30%~50%), puis cloné dans un vecteur d’expression, l’expression induite du vecteur de fusion, et les bandes correspondantes sont apparus sur l’électrophorèse sur gel de polyacrylamide (SDS-PAGE).

Fan Yi [17] a sélectionné 10 E. coli différents comme récepteur pour l’expression du ddsA, un gène de poly(deca-isopentene pyrophosphate) synthase de Gluconobacter oxytoca. L’analyse du produit a confirmé qu’e. coli pouvait exprimer la poly(déca-isoprène pyrophosphate) synthase active puis synthétiser le COQ10, et il a également été constaté que la quantité d’expression de ddsA dans l’une des souches d’e. coli dépassait celle du COQ8 dans le type sauvage, ce qui a démontré la possibilité d’utiliser E. coli pour produire le COQ10 par fermentation à grande échelle.

Par conséquent, la sélection d’un récepteur approprié d’e. coli est importante pour la recherche future et la production industrielle. Toutefois, l’augmentation de la production de COQ10 s’accompagnera de la production d’une autre coenzyme Q. par conséquent, il convient de prêter attention à l’étude des propriétés enzymatiques de la polyisoprène pyrophosphate synthase et à la modification d’autres gènes apparentés (par exemple, l’inactivation du gène isPB et l’amélioration de l’expression du gène ubiA, etc.) afin de construire une bactérie génétiquement modifiée pour la production de COQ10.

3. Optimisation des Conditions de Production de COQ10

En plus de l’application de la théorie du contrôle métabolique pour sélectionner des souches mutantes à haut rendement ou construire des souches recombinantes pour améliorer le rendement de fermentation du COQ10, l’optimisation des conditions de fermentation est également un moyen efficace et pratique d’améliorer le rendement de fermentation du COQ10. L’optimisation des conditions de fermentation est également un moyen efficace et pratique d’améliorer le rendement de fermentation, ce qui comprend principalement l’optimisation du milieu de culture, des conditions de culture et l’ajout de substances préalables.

Liu Ling[18] a extrait du COQ10 des jaunes de Cryptococcus, et après avoir analysé les conditions de source d’azote, de source de carbone, de valeur initiale du pH, de température de fermentation, etc., les meilleures conditions de fermentation ont été obtenues: Source de carbone de saccharose et de glucose 1,25g /L chacun, source d’azote de pâte de levure et de sirop de maïs 0,3g /L chacun, pH 6,5, température 28 ℃, volume d’inoculum de 5% et le volume de liquide dans des flacons de 500mL 50mL, facteur de croissance des protéines, et facteurs de croissance des protéines et des protéines, et le volume d’inoculum était de 5%. L’inoculum était de 5%, et le volume des flacons de 500 mL était de 50 mL, et le facteur de croissance était l’hydrolysat protéique. La fermentation a été effectuée à 28 ℃, le volume d’inoculum était de 5%, le volume du flacon triangulaire de 500 mL était de 50 mL, et le facteur de croissance était une solution d’hydrolyse protéique.

Wu Zufang[19] a utilisé Rhizobium radiodurans comme souche productrice de COQ10, en fonction de l’importance des facteurs influant sur l’effet de fermentation et leurs interrelations, l’essai orthogonal a été effectué sur la source de carbone (glucose, saccharose et composé), la pâte de levure, la valeur initiale du pH et la quantité de liquide chargé, et les conditions finales de la fermentation ont été déterminées: La source de carbone était un mélange de 1,5 g/100mL de glucose et 2,5 g/100mL de saccharose, la pâte de levure était de 0,8 g/100mL, le PH initial était de 0,8 g/100mL, la source de carbone était de 1,5 g/100mL de glucose et 2,5 g/100mL de saccharose, et la pâte de levure était de 0,8 g/100mL. Le pH initial était de 7,0 et le volume de liquide dans des fiole de 500 mL était de 50 mL. Le taux de croissance des bactéries a atteint 13,8 g/L et le rendement de COQ10 a atteint 22,7 mg/L, soit respectivement 34 et 53% de plus que celui avant optimisation, dans les conditions de fermentation du fiole agité.

Yuan Jing[20] a optimisé le milieu COQ10 et les conditions de culture de la bactérie photosynthétique R. caPsulatus, et a obtenu les résultats suivants: concentration en pâte de levure de 3,13 g/L, sulfate d’ammonium 0,8 g/L, Mg2+ 0,64 g/L, Fe2+45 2mg/L, Mn2+18mg/L, CO2+16mg/L, valeur initiale du pH de 7,0, et la température de 30℃. La température 30℃. Après 4 jours d’incubation, la concentration massique de COQ10 dans la bactérie est passée de 15,213 mg/L à 20,365 mg/L, et le rendement a augmenté d’environ 33,87%.

Wang Genhua[21] a pris RhizObium leguminOsarum comme objet de recherche et a étudié les conditions de culture affectant la croissance cellulaire et la synthèse du COQ10. Les conditions optimales de croissance de la souche étaient le pH 5,0, la température 30℃, un volume d’inoculum de 2%, une bouteille triangulaire de 500mL contenant 25mL de liquide et un temps d’incubation de 24h.

Liu Ping [22] a optimisé les conditions de fermentation de Saccharomyces cerevisiae et a constaté que les conditions optimales de fermentation étaient les suivantes: 15g/L de glucose, 15g/L de saccharose, 10g/L de protéines, 10g/L de levure, 10g/L de pâte de levure, 41,0g /L de MgSO, 41,0g /L de K2HPO, 41,0g /L de KH2PO, PH 5,0, inoculation de 50mL et inoculation de 50mL dans des flacon de 250mL, avec un temps d’incubation de 24h. Le volume d’inoculum était de 10%, la température d’incubation était de 28℃~30℃, la vitesse du agitateur était de 200r/min, et le temps d’incubation était de 18h. Le rendement optimisé en COQ10 a atteint 26,85mg /L et la biomasse cellulaire 27,56g /L. Sur la base de cette étude, nous avons étudié les précurseurs fournis par la chaîne secondaire (cannabinol) et les précurseurs fournis par la quinone (acide hydroxybenzoïque et COQ0) pour le COQ10 et identifié les précurseurs appropriés pour la fermentation de la levure de fission dans le vin de maïs. 

Les conditions optimales de fermentation pour la croissance de la levure de fission du vin de maïs et la conversion élevée des précurseurs en COQ10 ont été déterminées comme suit: 28℃, 200r/min, 18h d’incubation, 0,5g /L de cannabinol a été ajouté pour poursuivre la fermentation et l’incubération pendant 18h pour la conversion des précurseurs, et le rendement intracellulaire de COQ10 était jusqu’à 33,1mg /L, ce qui était 91% supérieur à celui de l’échantillon témoin.

Pour la production intracellulaire de COQ10, les deux précurseurs ont été ajoutés ensemble, ce qui est inférieur à celui du cannabinol seul, tandis que pour la production extracellulaire de COQ10, les différentes additions de précurseurs n’ont pas eu beaucoup d’effet sur elle. Cependant, du point de vue du rendement en COQ10 par unité de cellule, lorsque l’on additionnait le lycopène et le COQ0, le rendement en COQ10 par unité de cellule atteindait 1,35mg /g, ce qui était supérieur de 117% à celui du témoin à blanc.

4. Séparation et Purification

Comme le COQ10 est facilement oxydé, il est nécessaire d’éviter la destruction oxydative du COQ10 pendant le processus d’isolement et d’extraction. Par exemple, l’antioxydant acide pyrogallique doit être ajouté dans des conditions alcalines. Des méthodes de Purification pour la séparation par saponification et l’extraction par solvant sont actuellement utilisées.

4.1 séparation d’extraction par Saponification d’alcool et d’alcali

Les bactéries préparées fermentées dans une fiole à fond rond, ajouter une certaine proportion d’acide pyrogallique gallique, en agitant, puis ajouter une certaine quantité de solution d’hydroxyde de sodium - éthanol, en agitant, cette fois la bactérie dans une pâte noire, et ajouter le n-alkane pour extraction au reflux, rapidement refroidi à température ambiante. Extrait avec l’éther de pétrole plusieurs fois, l’extrait doit être lavé avec de l’eau au neutre, puis au sulfate de sodium anhydre pour éliminer l’eau, le but est de rendre le COQ10 et les solvants d’hydrocarbures mieux miscibles, pour faciliter le traitement ultérieur.

Concentrer sur un petit volume, chromatographie sur colonne d’adsorption de gel de silice, laver avec de l’éther de pétrole pour éliminer les impuretés, puis éluer avec un mélange éthyle éther-éther de pétrole, et distiller l’éluant sous pression réduite pour obtenir la substance huileuse jaune sous forme de cristaux d’éthanol anhydre, et les cristaux orange-jaune-orange sous forme de coenzyme COQ10[23-24]. En présence d’éthanol, une saponification prolongée conduira à la transposition du groupe méthoxy sur le cercle de COQ10 avec le groupe éthoxy de l’éthanol, entraînant la formation de dérivés mono- ou di-éthoxy, qui ne peuvent être détectés dans le produit de COQ10, et pour éviter la formation de ces impuretés, le KOH peut être utilisé à la place du NaOH et la saponification avec le méthanol [24].

4.2 méthode d’extraction et de séparation par Saponification alcaline

Les bactéries fermentées préparées dans une fiole à fond arrondi, ajoutent une certaine quantité d’hydroxyde de sodium, de reflux de chauffage, de refroidissement rapide, avec de l’éther de pétrole, de l’éther ou de l’éthane, et un mélange d’extraction d’isopropanol. Puis lavage à l’eau, précipitation froide pour éliminer les impuretés, chromatographie sur colonne de gel de silice, la collecte de la solution contenant du COQ10, puis concentré, cristaux d’éthanol anhydre, vous pouvez obtenir la cristallisation de COQ10 [24-25].

4.3 Extraction au solvant d’hydrocarbures et séparation des matières séchées ou lyophilisées

L’extraction directe du COQ10 avec l’éther de pétrole, l’alkane, le n-hexane ou le n-heptane est plus complète. Cependant, il faut répéter plusieurs fois ou secouer pendant plusieurs heures, et cette méthode doit assurer que le matériau est absolument sec et suffisamment finement broyé pour permettre au solvant de pénétrer facilement dans le matériau. Si la matière lyopholytique a été congelée, elle peut absorber l’eau dans le système ouvert à la température ambiante, ce qui affecte l’efficacité de l’extraction. Il est nécessaire d’ajouter 0,5% ~ 1% de méthanol aux solvants d’hydrocarbures tels que l’éther de pétrole au préalable, et le traitement subséquent est le même que ci-dessus. Par rapport à la méthode de saponification suivie d’extraction, la quantité d’extrait obtenue est moindre, mais elle présente l’avantage de ne pas détruire le COQ10 [26-28].

5. Analyse analytique Identification

5.1 méthode spectrophotométrique Visible

Selon les conditions alcalines, le cyanoacétate d’éthyle peut remplacer le méthoxy sur la molécule de COQ10 pour produire le principe du bleu, prélever une petite quantité d’échantillon et COQ10 standard, respectivement, ajouter l’éthanol anhydre, le cyanoacétate d’éthyle et la solution d’essai d’hydroxyde de potassium, en secouant bien, voir qu’il ya une réaction bleue, l’absorbance a été mesurée à 620 nm, la courbe standard a été tracée COQ10, et la teneur en COQ10 dans les échantillons a finalement été calculée. Enfin, la teneur en COQ10 de l’échantillon a été calculée [27].

5,2 Ultraviolet Méthode spectrophotométrique

Selon le COQ10 a une absorbance stable à 275nm, prendre l’échantillon standard de COQ10 dissous dans l’éthanol anhydre, mesurer son absorbance à 275nm, faire la courbe standard de COQ10, puis calculer le contenu de COQ10 en fonction de l’absorbance de l’échantillon. La courbe d’absorption ultraviolette de l’échantillon et la courbe standard est généralement cohérente, mais en raison de la purification du COQ10, de l’utilisation répétée de solvants organiques, ainsi que de la lixiviation de certaines impuretés dans la cellule, de sorte que la courbe d’absorption ultraviolette observée de l’échantillon à 275nm il y aura une certaine déviation, il y a quelques petits pics parasites, de sorte que la détermination de la teneur en COQ10 de cette façon entraînera quelques erreurs. Dans ce cas, l’extrait brut peut être purifié par chromatographie en couche mince et combiné à la détection UV pour déterminer la teneur en COQ10 [28].

5.3 analyse et détermination par chromatographie liquide à haute performance (CLHP)

L’extrait brut de l’échantillon a ensuite été purifié par chromatographie en couche mince, puis analysé par chromatographie liquide à haute performance (CLHP) pour déterminer l’effet de purification [29]. À ce moment, l’analyse par CLHP a montré que les impuretés étaient peu nombreuses et qu’elles n’entravaient pas la détermination du COQ10. Pour confirmer davantage les résultats, les étalons et les échantillons pourraient être analysés par HPLC à une autre longueur d’onde en modifiant la longueur d’onde de détection. En même temps, selon le principe qu’il n’y a pas de pic d’absorption à l’état réduit de COQ10, une certaine quantité de borohydride de sodium peut être ajoutée à l’échantillon à tester, et si les pics d’absorption détectés tout à l’heure disparaissent, on peut en outre confirmer qu’il s’agit de COQ10[28], et la teneur en COQ10 peut être obtenue en calculant la surface des pics d’absorption.

6. perspective

À l’heure actuelle, le prix du COQ10 sur le marché international est relativement élevé, et la Chine consomme plus de 20t de COQ10 par an, dont la majeure partie dépend des importations, et il y a un écart important sur le marché intérieur, qui est principalement dû aux faibles rendements d’isolement et de purification des souches à faibles unités de fermentation. Pour obtenir des souches à haut rendement, il est nécessaire d’effectuer un grand nombre de recherches sur la mutation génétique, l’utilisation de la mutation génique et de la mutation orientée pour accélérer la vitesse de recherche et l’ajout de précurseurs pour promouvoir la biosynthèse pour améliorer la teneur en COQ10, etc.

Ces dernières années, la construction de souches produisant du coq10 a été largement reconnue par le gouvernement chinois. Ces dernières années, la construction de souches recombinantes produisant du COQ10 a obtenu certains résultats, mais en raison de la complexité de la voie de synthèse du COQ10, les gènes participants sont nombreux et dispersés, pour réaliser une production industrielle à grande échelle, des recherches supplémentaires sont nécessaires. En conclusion, pour réaliser la production industrielle de COQ10, il est nécessaire de partir de divers aspects, y compris l’exploration des voies de biosynthèse In vivo, la sélection et la sélection de souches à haut rendement, l’optimisation des conditions de fermentation, l’étude des précurseurs et des substances favorisant la biosynthèse, l’optimisation de l’isolement et de la purification, etc.

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