Comment produire l’enzyme Q10?

LaCoenzyme Q10, un important transporteur d’hydrogène dans la chaîne respiratoire des cellules vivantes, est largement présente chez les animaux, les plantes et les micro-organismes. La Coenzyme Q10 a été isolée pour la première fois dans les mitochondries de cœurs de bovins par Frederick crane du Wisconsin, aux États-Unis, en 1957; La même année, Morton du Royaume-Uni a obtenu le même composé à partir du foie de rats déficients en vitamine a et l’a nommé Coenzyme Q10; Et en 1958 karl Folkers de Merck Inc. a déterminé sa structure et l’a synthétisée chimiquement pour la première fois.

En 1958, Karl Folkers de Merck Inc. détermine sa structure et synthétise chimiquement la Coenzyme Q10 pour la première fois. En 1977, la production de Coenzyme Q10 par fermentation microbienne a été industrialisée au Japon. En 1978, Peter Mitchell a reçu le prix Nobel pour son utilisation de la théorie de l’osmose chimique pour expliquer le rôle important de transfert de protons de la Coenzyme Q10 dans les systèmes de conversion d’énergie [1].

Actuellement, les principales méthodes de production decoenzyme Q10Comprennent l’extraction de tissus végétaux et animaux, la culture de tissus végétaux et animaux, la fermentation microbienne et la synthèse chimique. Par rapport à d’autres méthodes, la fermentation microbienne se caractérise par une activité élevée du produit, un faible coût des matières premières, un contrôle facile et une production à grande échelle [2].

Avec la recherche étendue sur la valeur médicale et l’application clinique de coenzyme Q10, il a été très utilisé dans le traitement de diverses maladies telles que les maladies cardiaques, le diabète, le cancer, l’hépatite aiguë et chronique, et le Parkinson' S maladie. En outre, il a la capacité de bloquer la peroxydation des protéines. En tant que récupérateur des radicaux d’oxygène, Coenzyme Q10 est également largement utilisé dans les soins de santé et de beauté [3-4].

1 voie de biosynthèse du Coenzyme Q10

1. Les droits de l’homme 1 Structure et précurseurs

Coenzyme Q10 est un composé de quinone. Sa structure est illustrée à la Figure 1. De par sa structure, on peut voir qu’il est à base de 2,3-diméthoxy 5-méthylbenzoquinone comme noyau, avec une chaîne latérale à base de poly(2-méthylbutène (2)) attaché [5].

Le précurseur du noyau de quinone, l’acide p-hydroxybenzoïque, est synthétisé dans les bactéries et les eucaryotes supérieurs en utilisant l’acide ramifié et la tyrosine comme précurseurs, respectivement, mais dans la levure, les deux substances peuvent être utilisées comme précurseurs pour la synthèse de l’acide p-hydroxybenzoïque. Dans la levure, les deux substances peuvent être utilisées comme précurseurs pour la synthèse de l’acide p-hydroxybenzoïque. La synthèse des chaînes latérales à base de poly(2-méthylbutène) -butylène (2) est basée sur deux précurseurs isomériques, le pyrophosphate de diméthylpropyle (DMAPP) et le pyrophosphate d’isopentenyle (IPP) [6].

Fig 1 la structure de la coenzyme Q10

1. Les droits de l’homme 2 voie de synthèse des anneaux aromatiques

1. Les droits de l’homme 2. Les droits de l’homme 1 biosynthèse de l’acide p-hydroxybenzoïque (PHB)

La synthèse de PHB, un précurseur important dans la voie de synthèse des anneaux aromatiques de la coenzyme Q10, a été d’un grand intérêt. Meganathan a étudié la synthèse de PHB à partir de E. Coli et S. cerevisa mutants. Meganathan a étudié la voie de synthèse de la coenzyme Q10 dans deux souches mutantes d’e. coli et de S. cerevisa, d’ubi et de coq, et a constaté que leurs voies in vivo pour la synthèse des anneaux aromatiques sont légèrement différentes. E. E. coli clive la voie de l’acide mangiferolique (une voie pour le métabolisme des sucres en acides aminés aromatiques, qui est largement présent dans les plantes et les micro-organismes) pour produire du PHB en utilisant une enzyme de clivage acide ramifié codée par le gène ubique. S. cerevisa, d’autre part, peut fendre l’acide ramifié pour produire du PHB en utilisant une enzyme de clivage acide ramifié codée par le mutant de S. cerevisa. S. cerevisa, en plus du clivage des acides ramifiés, peut également obtenir du PHB par une série de délamination, d’acylation et de désacylation de la tyrosine [7].

1. Les droits de l’homme 2. Les droits de l’homme 2 Modifications des anneaux aromatiques 

méganathan&#L’étude a également révélé que la voie synthétique à partir du PHB implique un total de 7 enzymes dans une réaction en 8 étapes (voir Figure 2). La phb-poly-2-méthylbutène (2) -yltransférase codée par l’ubi a/coq 2 transfère la chaîne côté poly-2-méthylbutène (2)-yl au cycle aromatique, et l’enzyme a une forte spécificité du substrat. La voie métabolique subséquente varie d’un organisme à l’autre.

En S. Le cerevisa, l’hydroxylation, la méthylation puis la décarboxylation ont lieu, tandis que chez E. coli, la décarboxylation, l’hydroxylation et la méthylation ont lieu en premier, puis la méthylation. Chez S. cerevisa, il y a hydroxylation, méthylation puis décarboxylation, tandis que chez E. coli, il y a décarboxylation, hydroxylation, puis méthylation. Dans la voie synthétique, les o-transméthylases sont codées respectivement par ubi G/coq 3, les c-transméthylases par ubi E/coq 5, les décarboxylases par ubiD/ubiX et les monooxygénases par ubiB et ubi E/coq 5. Dans certains rapports sur les gènes végétaux et animaux utilisés pour synthétiser la coenzyme Q10, tous ces gènes se trouvent dans les gènes végétaux et animaux en tant qu’homologues. Cependant, le gène ubi F/coq 7, qui code également une monooxygénase, n’a pas encore été retrouvé dans les gènes végétaux ou animaux [8].

Figure 2 E. Coli et S. Cereuisiae in vivo coenzyme Q10 voies de synthèse des anneaux aromatiques [6]

1. Les droits de l’homme 3 voies de biosynthèse pour les chaînes latérales à base de Poly(2-méthylbutène (2)

1. Les droits de l’homme 3. Les femmes 1précurseurs à chaîne latérale

3.1 synthèse des précurseurs à chaîne latérale dans la synthèse des chaînes latérales à base de poly(2-méthylbutène (2)), deux précurseurs isomériques, DMAPP et IPP, sont nécessaires, qui sont obtenus par la voie du mévalonate (MVA) dans la levure et la voie du 2-C- méthyle - d-érythritol 4-phosphate (MEP) dans les bactéries [9]. 4-phosphate de méthyl - d-érythritol (MEP) dans les bactéries [9].

1. Les droits de l’homme 3. Les femmes 1. Les droits de l’homme 1 voie MVA 

La synthèse de l’ipp et du DMAPP dans les champignons et la levure est illustrée à la figure 3. Le précurseur de départ dans la voie de synthèse est l’acétyle coenzyme A, qui interchange d’abord avec son propre groupe éthylique et le groupe carbométhyl d’une autre acétyle coenzyme A pour former bis(acétyle coenzyme A), qui à son tour se combine avec l’autre molécule pour former 3-hydroxy 3-méthylglutaryl coenzyme A (HMG-CoA). Le HMG-CoA subit une réaction de réduction en deux étapes pour former du mévalonate. Le mévalonate est transformé en pyrophosphate de mévalonate par un procédé de phosphorylation en deux étapes. Après déshydratation et décarboxylation du mévalonate pyrophosphate, l’ipp se forme, et l’ipp et le DMAPP sont échangés par l’isomérase de l’ipp [10].

1. Les droits de l’homme 3. Les femmes 1. Les droits de l’homme 2 parcours MEP 

Les précurseurs de départ de la synthèse de l’ipp et du DMAPP dans les bactéries sont dérivés de deux produits intermédiaires de la glycolyse: l’acide propionique et le 3-phospho-d-glycédéhyde, dont la voie de synthèse est représentée sur la figure 4. Premièrement, le produit de la décarboxylation de l’acide propionique se combine avec le d-phospho-d-glycédéhyde pour former des xylogluques 5-phospho1-désoxyxylés (DXP) par l’action de l’enzyme de synthèse D-xyloglucosan codée par le d-gène isp. DXP est en outre réduit en MEP, qui se combine avec une molécule de CTP pour former la 2-méthyl 4-cytidine diphosphate-d-érythritol par l’action de la 2-méthyl 4-cytidine diphosphate-d-érythritol synthétase codée pour par le gène isp D. La substance est ensuite phosphorylée pour produire du diphosphate-d-érythritol de 2-méthyl-4-cytidine.

En présence de 2-méthyl-d-érythritol-2,4-cyclique pyrophosphate synthase codée par isp F, les molécules de 2-méthyl-2-phosphate-4-cytidine diphosphate-d-érythritol sont dégradées d’une molécule de CMP en 2-méthyl-d-érythritol-2,4-cyclique pyrophosphate. Les enzymes et les gènes impliqués dans le métabolisme du pyrophosphate cyclique en IPP et DMAPP doivent faire l’objet d’études plus approfondies. L’ipp et le DMAPP sont mutés par l’action des gènes idi codant pour les isoenzymes IPP [11].

Figure 3 voies de synthèse des précurseurs de la chaîne latérale endosomale des champignons et de la levure [10]

1. Les droits de l’homme 3. Les femmes 2 synthèse à chaîne latérale

Dans la voie de biosynthèse à chaîne latérale (voir Figure 5), le DMAPP d’amorce est d’abord synthétisé avec IPP par GPP synthase pour synthétiser le pyrophosphate de glucocorticoïde C10 (GPP). La GPP et une molécule d’ipp sont catalysées par la FPP synthase pour synthétiser un pyrophosphate de farnesyl C15 (FPP). FPP se combine avec IPP pour former un C20 géranylgéranyl pyrophosphate (GGPP) par l’intermédiaire de la GGPP synthétase. Ensuite, une série de chaînes latérales de la coenzyme Q sont synthétisées par une série de synthétases de pyrophosphate d’isopentenyl [12].

Les longueurs de chaîne latérale de la série de coenzyme Q sont généralement supérieures à C25, tandis que celles inférieures à C25 sont rarement les chaînes latérales de la série naturelle de coenzyme Q. Kainous a découvert que FPP synthétase et GGPP synthétase ont deux régions riches en acide aspartique, et que l’acide aspartique à cinq positions dans la première région joue un rôle important dans la longueur des chaînes latérales, et que les précurseurs d’origines différentes ont certains effets sur la longueur des chaînes latérales. Les précurseurs de différentes sources ont un certain effet sur la longueur des chaînes latérales. E. E. coli peut synthétiser les précurseurs obtenus dans la voie MEP en une série de chaînes latérales de Q7 à Q10 à travers une série d’isopentenyl pyrophosphate synthases codées par ses gènes isp a et isp B. S., S., S. Cereui-sa peut synthétiser les précurseurs de la voie MVA en une série de chaînes latérales de Q5 à Q10 [13].

Figure 5 E. Coli et S. Cerevisiae E. Coli et S. Cerevisiae in vivo coenzyme Q10 voie de synthèse de la chaîne latérale [7] Fig. 5 voie de la bi0synthèse du p0lyprenyl diph0sphate dans E. Coli et S. Coli et S. Cerevisiae S. cerevisiae

2 optimisation du procédé de Fermentation du Coenzyme Q10

2. Les droits de l’homme 1 souches de Production

Actuellement, le nombre de souches de CoQ10 signalées est principalement concentré dans les Pseudomonas, les Saccharomyces, les bactéries photosynthétisantes et les Paracoccidioides, etc. La distribution du CoQ10 dans les micro-organismes est hétérogène. La distribution de la coenzyme Q10 dans les micro-organismes est hétérogène, avec une faible production dans les cellules qui ne nécessitent pas de respiration d’oxygène, comme les bactéries gram-positives, et une production relativement élevée dans les cellules gram-négatives. Grâce à la clarification de la voie de synthèse de la coenzyme Q10 dans les organismes et à l’application du génie enzymatique et du génie génétique, la synthèse de la coenzyme Q10 par des souches bactériennes génétiquement modifiées a également été signalée au cours des dernières années. Y0shida [14] a obtenu la souche mutante AU-55 par mutagénèse de Rhodococcus globulus et filtrage de rationalisation, et le rendement le plus élevé de 180 mg/L a été obtenu par culture de fermentation en flacon agité.

2. Les droits de l’homme 2 optimisation de la Composition du milieu

2. Les droits de l’homme 2. Les droits de l’homme 1 Sources de carbone 

Une chaîne latérale à base de poly-2-méthylbutène (2) est nécessaire pour la synthèse de la coenzyme Q10. Tanaka et al. [13] ont utilisé des flacons de secousse pour cultiver la souche C. T. Tanaka et al. [13] ont utilisé une culture en fiole secouée de la souche C. T. PK-233, avec des hydrocarbures C10~C13 comme sources de carbone, et ont incubé la souche à 30 ℃ pendant 45 h. La coenzyme Q10 dans la solution de culture était de 4,66 mg/L. La Coenzyme Q10 a été obtenue à partir de la solution de culture à une concentration de 4,66mg /L.

2 2. Le droit de la famille 2 Sources d’azote 

Wu Zufang et al. [15] ont utilisé différentes sources d’azote, comme l’onguent de fermentation, la peptone, le sirop de maïs, le chlorure d’ammonium, le sulfate d’ammonium et le nitrate d’ammonium, pour faire fermer le Rhizobium radiobacter WsH2601 dans des flacon de sevrage, et les résultats ont montré que l’azote organique était plus efficace que l’azote inorganique. Lorsque 16 g/L de peptone ont été utilisés comme source d’azote, la synthèse de la coenzyme Q10 a été maximisée.

2 2. Le droit de la famille 3 Ions métalliques 

Une étude de l’aci (Japon) A montré que les ions métalliques, en particulier Mg2+, Fe2+ et Mn2+, ont un effet bénéfique sur la fermentation de R. sphaeroides pour produire la Coenzyme Q10. Fermentation de sphaeroides pour produire la Coenzyme Q10. L’ajout de 12,2 mm0l/L de Mgso2 + et de Mn2 + au milieu de culture a favorisé la fermentation de la Coenzyme Q10. 2 mm0l/L mgso4,1. 12,2 mm0l/L Mgso4, 1,8 mm0l/L Feso4, 0,9 mm0l/L Mnso4 l’addition de 12,2 mm0l/L Mgso4, 1,8 mm0l/L Feso4 et 0,9 mm0l/L Mnso4 dans le milieu de culture a fait passer la production de Coenzyme Q10 de 2,0 mg/g à 8,0 mg/g. 0 mg/g à 8. 9 ~ 9. 6 mg/g [2].

2. Les droits de l’homme 2. Les droits de l’homme 4 précurseurs 

Dans certaines conditions, le précurseur peut contrôler le flux anabolisant de la bactérie, augmentant ainsi le rendement de la coenzyme Q10. ShimizU et al. ont rapporté que l’acide propionique dans le cycle de l’acide tricarboxylique est le précurseur du polymère à chaîne latérale à base de 2-méthylbutène (2) dans la coenzyme Q10, et que 0,5 % de l’acide propionique a été ajouté au milieu, ce qui a donné un rendement de 52 mg/L de coenzyme Q10. La production de Coenzyme Q10 était de 52 mg/L avec addition de 0,5 % d’acide propionique au milieu de culture. Kawada et al. ont rapporté que l’ajout d’isopentyle éthanol et d’alcool de suie comme précurseurs de la synthèse de la chaîne latérale dans le milieu de culture de P. schuy lkilliensis augmentait la teneur en Coenzyme Q10 de la bactérie d’environ 20 à 60 %. Tanaka et al. ont utilisé des flacons de secouage pour cultiver C. schuy lkilliensis. T. Tanaka et al. ont cultivé la souche C. T. PK-233 dans des flacon de secouage et ont constaté que l’ajout d’acide p-hydroxybenzoïque au milieu de culture favorisait la biosynthèse de la coenzyme Q10 [16].

2. Les droits de l’homme 2. Les droits de l’homme 5 ajouter des effecteurs 

Zhang Yanjing et al. [17] ont étudié les effets de l’ajout d’huile de soja, de farine de soja, de jus de carotte, de jus de tomate, de feuilles de tabac, de β-carotène et de jus de zeste d’orange sur la production de la coenzyme Q10 par fermentation de levure, et les résultats ont montré que l’ajout des effets mentionnés ci-dessus pourrait augmenter la teneur en coenzyme Q10 dans la levure.

2. Les droits de l’homme 3 optimisation des Conditions de Culture

2. Les droits de l’homme 3. Les femmes 1 éclairage

Sasaki et al. ont cultivé Pseudomonas aeruginosa en l’absence de lumière et la quantité de coenzyme Q10 était de 1,22 mg/g, tandis qu’en présence de lumière, la quantité de coenzyme Q10 était de 1,5 mg/g. En l’absence de lumière, Pseudomonas aeruginosa a été cultivée avec 1,22 mg/g de coenzyme Q10, tandis qu’en présence de lumière, la concentration de coenzyme Q10 était de 1,98 mg/g [16]. Car et EXcell ont signalé que la teneur en coenzyme Q10 du PsB était plus élevée dans des conditions anaérobies à la lumière, mais que le rendement chutait fortement une fois la culture passée à l’obscurité [2].

2. Les droits de l’homme 3. Les femmes 2 oxygène dissous

L’effet de l’oxygène dissous sur la fermentation du coenzyme Q10 varie considérablement selon la souche de la bactérie. Y0shida et al. [14] ont constaté que la baisse de la pression d’oxygène augmentait le rendement de la coenzyme Q10 dans la fermentation de Rhodococcus globulus KY-4113, et des photographies microscopiques électroniques des cellules ont montré que la membrane interne des cellules présentait une structure multicouche en présence de faible teneur en oxygène. Wang Genhua et al. [18] ont constaté que la quantité d’oxygène dissous dans les flacons de secouage influait non seulement sur la croissance des cellules, mais aussi sur la production de coenzyme Q10. Plus l’oxygène dissous est élevé, plus le système respiratoire des cellules est développé et plus la teneur en coenzyme Q10 est élevée.

2. Les droits de l’homme 3. Les femmes 3 Volume d’inoculation 

L’augmentation du taux d’inoculum peut raccourcir la période de fermentation et accélérer le taux de croissance des bactéries, raccourcissant ainsi le cycle de fermentation. Wu Zufang et al. [15] ont montré que le rendement le plus élevé de coenzyme Q10 a été obtenu à un niveau d’inoculum de 4% dans une expérience avec Rhizobium radiodurans (WSH2601) [15].

2. Les droits de l’homme 3. Les femmes 4 pH 

La valeur initiale du pH influe sur le taux d’utilisation du substrat par le champignon et sur l’état structurel de la cellule, ce qui influe sur le taux de croissance du champignon et des produits métaboliques. Wang Genhua et al. [18] ont montré que Rhizobium leguminosarum produisait plus de Coenzyme Q10 dans des conditions acides que dans des conditions alcalines dans une expérience avec une fiole agité. La plus grande quantité de coenzyme intracellulaire Q10 a été trouvée à pH 5.

3 regard vers l’avenir

Le développement et l’utilisation du coenzyme Q10 est devenu un sujet de recherche brûlante ces dernières années en raison de son large éventail d’applications et de la forte demande du marché. La production de coenzyme Q10 par fermentation présente de nombreux avantages, tels que l’activité élevée du produit et les sources illimitées de matières premières. Cependant, le faible niveau de fermentation et la complexité des métabolites ont entraîné des coûts d’extraction élevés. Afin d’améliorer l’industrialisation de la méthode de fermentation, des souches à haut rendement peuvent être sélectionnées en régulant la voie métabolique de la coenzyme Q10, et le niveau de fermentation peut être encore amélioré par l’amélioration du processus de fermentation. En outre, l’étude d’un ensemble de voies efficaces de séparation et d’extraction est l’un des moyens efficaces d’améliorer l’industrialisation du processus de fermentation.

Références:

[1] Littarru G p. Aspects biomédicaux et cliniques de la coenzyme Q [J]. Clin Investig, 1993, 71(8):587-588.

[2] Yuan Jing, Wei Hong. Progrès de la fermentation microbienne pour la production de coenzyme Q10 [J]. Aminacides and Bioresources, 2004, 26(1):53-56.

[3] Wu Zufang, Weng Peifang, Chen Jian. Progrès dans l’étude de la fonction de la coenzyme Q10[J]. Journal of Ningbo University: Science and Technology, 2001, 14(2):85-88.

[4] Wang Genhua, Qian He. Coenzyme Q10 et ses bienfaits pour la santé [J]. Jiangsu Food and Fermentation, 2002,(2):16-17.

[5] Huang W, Xu JZ. Nouveaux progrès de la recherche sur la Coenzyme Q10 [J]. Henan Chemical Industry, 2003, 223(2): 12-15.

[6] Maktoto K. Biosynthèse, bioproduction et nouveaux rôles d’ubiquinon ae [J]. J Biosci Bioeng, 2002, 94(6):511-517.

[7] Meganathan R. biosynthèse de l’ubiquinone dans les micro-organismes [J]. Biosynthèse de l’ubiquinone dans les micro-organismes [J]. FEMS Lett, 2001, 203(2):131- 139.

[8] poon W W, Davis D E, Ha H T, et al. Identification de Escherichia coli ubi B, un gène requis pour la première étape de la monooxygénase dans la biosynthèse de l’ubiquinone [J]. J bactériol, 2000, 182(18):5139-5146.

[9] Rohmer M. La découverte d’une voie indépendante du mévalonate pour la biosynthèse iso- prénoïde dans les bactéries, les algues et les plantes supérieures [J]. Nat prod Rep, 1999, 16(5):565-574.

[10] grünler J, Ericsson J, Dallner G. Réaction de branche dans la thèse biosynthétique du cholestérol, du dolichol, de l’ubiquinone et des protéines prénylées [J]. Biochim Biophys Acta, 1994, 1221(2):259-277.

 [11] Meganathan R. Biosynthsis of menaQuinone and ubiQuinone: a perspec- tive on enzymatic mechanisms [J]. Vitam Horm, 2001, 61(2):173-218.

[12] Wang K, ohnuma S. Mécanisme de détermination de la longueur de chaîne des iso-prényl diphosphate synthases et implications pour l’évolution moléculaire [J]. Tendances Biochem Sci, 1999, 24(11):445-451.

[13] Kainou T, okada K, Suzuki K et al. La formation de dimères de octapreny diphosphate synthase (Isp B) est essentielle pour la détermination de la longueur de chaîne de l’ubiq-uinone [J]. J Biol chem, 2001, 276(11):7876-7883.

 [14] Yoshida H, Kotani Y, ochiai K, et al. Production d’ubiquinone-10 à l’aide de bactéries [J]. J Gen Appl Microbiol, 1998, 44(1):19-26.

[15] WU Zufang, BU Guocheng, CHEN Jian. Conditions de fermentation de la fiole agitée pour la production de coenzyme Q10 par Rhizobium radiodurans WSH2601[J]. Journal of Wuxi University of Light Industry, 2003, 22(1):65-69.

[16] Gu Juefen, Chen Guangming, Li Shuzhen. Synthèse de la coenzyme Q10 par transformation microbienne [J]. Pharmacology Progress, 2001, 25(6):339-343.

[17] ZHANG Yanjing, YUAN Qipeng, LIANG Hao. Etude des conditions de fermentation de la levure productrice de Coenzyme q10 [J]. Microbiology Bulletin, 2003, 30(2):65-69.

[18] Wang Genhua, Qian He. Effet des conditions de fermentation sur la croissance cellulaire et la synthèse du coenzyme Q10 de Rhizobium pea[J]. Journal of Wuxi University of Light Industry, 2003, 22(3):101-103.