De quoi est faite la poudre Allulose?

D DAllulose (D — psychoseou D-allulose) est un monosaccharide qui se produit naturellement en très petites quantités. Il est soluble dans l’eau, le méthanol Et etl’éthanol, mais pas dans l’acétone. Son point de fusion est de 109 °C. D D Allulose est un diastereoisomère de D Le fructose en position C3 Et etl’isomère aldopentose du sucre rare D Allose (Figure 1). (Figure 1). On le trouve en petites quantités dans la nature dans les figues, la mélasse de canne à sucre, les fruits secs, les produits du sucre, le blé et les plantes du genre Tribulus.

D Allulose a des propriétés bénéfiques spécialesPour le corps humain, tels que zéro calories, régulation de la glycémie, et anti-oxydation. Son goût sucré est semblable à celui du saccharose (70%) et il est considéré comme le substitut du saccharose ayant le plus grEt en pluspotentiel pour une application à grande échelle [1]. Par rapport à D Fructose et D Glucose, D Allulose peut générer plus d’antioxydants, ce qui peut maintenir le statut antioxydant des aliments pendant une longue période et préserver la saveur, la couleur et la texture des aliments [2-4].

En outre, il a également un effet significatif sur les plantes. Des chercheurs de l’université Kagawa au Japon ont découvert que la D-allusionspeut inciter des cultures comme le riz à se défendre contre les ravageurs et à réguler la croissance des plantes [1]. En 2011, la Food Et en plusDrug Administration (FDA) des États-Unis a déterminé que le D-allulose est généralement reconnu comme sans danger (GRAS) pour les aliments. D-allulose peut être utilisé comme édulcorant ou comme composant d’additifs alimentaires, et a de larges perspectives d’application dans les domaines de l’alimentation, de la médecine de soins de santé et de l’agriculture. En tant que nouveau type d’édulcorant fonctionnel, son énorme valeur commerciale et ses perspectives de marché attendent d’être développées. Cet article passe en revue les progrès de la recherche sur les propriétés physico-chimiques, les procédés de synthèse et la modification du génie génétique de la D-allulose, et examine les perspectives de développement de la D-allulose avec la D-allulose 3-éimerase comme objet de prédire les perspectives de développement de la D-allulose et de fournir une référence théorique pour les tendances futures de la recherche.

1 D stratégie de synthèse des allusions

D  Le produit chimiqueSynthèse de l’alluloseUtilise principalement le glucose comme matière première, le molybdate comme catalyseur, et passe par la catalyse chimique, la séparation chromatographique et la purification, la concentration et la cristallisation pour préparer D cristallin Allulose [5] [traduction]. Bilik et Al., et al.[6] [traduction] ont catalysé la La productionde D Allulose de D Fructose par addition d’ions molybdate à une solution acide. Cependant, le mélange obtenu ne contenait que 0,5% D allulose  Était seulement 0,5%, et le mélange contenait également 4,5% de D-sorbitol, 1,0% de D-tagatose et d’autres substances. Le rendement était faible et il y avait beaucoup de sous-produits, ce qui n’était pas propice à la séparation et à la purification ultérieures. McDonald [7] a utilisé une méthode chimique en trois étapes pour convertir l’oxydation et la réduction du 1,2:4,5-di-o-isopropylidènebêta-d-fructofuranose pour produire de la D Allulose.

Döner [8] bouillie D Fructose dans un mélange d’éthanol et de triéthylamine pour préparer l’allulose. Presque toutes les méthodes chimiques de préparation D Allulose ont des problèmes tels que le faible rendement, les opérations de séparation subséquentes encombrantes, la contamination facile des métaux lourds et des eaux usées acides, et de nombreux sous-produits. Par rapport à la synthèse chimique, la méthode biologique respectueuse de l’environnement est devenue un nouveau point chaud de la recherche. La méthode biologique de synthèse D Allulose utilise D Le fructose comme substrat et catalyse la D ⁃psicose 3 ⁃epimerase (enzyme DPE) ou D ⁃tagatose 3 ⁃ epimérase (enzyme DTE) pour effectuer une D ⁃psicose 3 ⁃ réaction epimérase sur D  Le fructose se produit par une réaction de diastéréoisomérisation. En raison de la teneur élevée en fructose D dans le système de produit, le produit doit être séparé et purifié par résine échangeuse d’ions pour obtenir le produit finAl., et al.Par rapport à la méthode chimique, la synthèse biologique de D allulose est non seulement peu coûteuse, mais aussi sûre et respectueuse de l’environnement, et elle est moins susceptible de causer la pollution, de sorte qu’elle a de larges perspectives de développement.

2 D allulose biosynthèse

2. 1 criblage des enzymes clés

En 1993, les chercheurs japonais Izumori et al. [9] ont signalé pour la première fois la D-allulose 3-epimérase de Pseudomonas cichorii ST 24, qui peut émiroiser la position C3 des cétoses. Cette enzyme est plus spécifique pour D-tagatose, donc il a été nommé enzyme DTE [10]. L’enzyme DPE d’agrobacterium tumefaciens peut catalyser spécifiquement le D-fructose (700 g/L) pour obtenir la D-allulose (230 g/L), avec un taux de conversion de 32,9% [11 12]. Le Rhizobium du sol (Sinorhizobium sp.) devient perméable après traitement au toluène et catalyse 700 g/L de fructose (3,9 mol/L) pour produire 37 g/L d’acide aldonique dans des conditions optimales [13].

Jiang Bo&#Une équipe de 39 chercheurs de l’université de Jiangnan s’est engagée à Allulose souches industrielles. Ils ont examiné une souche d’un échantillon d’eau d’un étang à poissons présentant un degré élevé de Allulose rendement et identifié comme Rhodobacter sphaeroides, nommé Rhodobacter sphaeroides SK011. Cette souche peut produire de la D-allulose avec un rendement de 6,54 % lorsque le D-fructose (36 g/L) est utilisé comme substrat. Il est déduit de la recherche que l’enzyme DTE produite par Rhodobacter sphaeroides SK011 provoque la diastéréoisomérisation du D-fructose à la position C3 pour produire de la D-allulose. C’est la première fois en Chine qu’une souche capable de biotransformer le D-fructose en D-allulose est signalée [14]. Ces dernières années, des chercheurs du pays et de l’étranger ont successivement découvert des enzymes DTE et DPE de différentes souches, posant ainsi une base de recherche solide pour des travaux ultérieurs. La situation spécifique est résumée dans le tableau 1.

Comme le montre le tableau 1, le pH correspondant à l’activité enzymatique maximale du DTE de Dorea sp. DPE et R. sphaeroides est respectivement de 6,0 et 9,0, et le pH correspondant à l’activité enzymatique maximale des autres DPE et DTE est de 7,0 ~ 8,0. La température correspondant à l’activité enzymatique maximale de DTE de R. sphaeroides est de 40℃, tandis que la température correspondant à l’activité enzymatique maximale de DPE de T. primita' S DPE et Dorea sp.' S DPE l’activité enzymatique maximale correspond à une température de 70 °C, et les températures correspondant à l’activité enzymatique maximale des autres DPE et DTE se situent entre ces deux températures. La plupart des DPE présentent une activité enzymatique élevée en présence de Co2+. A 60 °C, la demi-vie de l’enzyme DPE de C. cellulolyticum est de 408 min, ce qui est de loin la stabilité thermique la plus élevée rapportée pour le DPE et le DTE. L’enzyme F. plautii DPE catalyse la réaction de 750 g/L de fructose à pH 7,0 et 65 °C pendant 60 min, ce qui peut produire 239 g/L D allulose, avec un taux de conversion de 32%, et une intensité de production allant jusqu’à 353 g/(L·h). Le DPE de Desmospora sp. et le DPE de Dorea sp. ont les taux de conversion les plus élevés pour D fructose et D allulose; En outre, la réaction catalysée par le fructose D et les réactions D allulose de D-fructose et D-allulose sont réversibles. Il est intéressant de noter que la plupart des DPE catalysent la production de D-fructose à partir de D-allulose 2 à 3 fois plus efficacement que la production de D-allulose à partir de D-fructose (sauf pour C. scindens DPE, qui catalyse D-allulose 7. 2 fois), indiquant que l’enzyme est plus propice à la catalyse de D Allulose. Actuellement, la promotion de la production industrielle de D L’allulose reste un sujet difficile et brûlant pour les scientifiques, et le criblage d’une enzyme catalytique efficace adaptée à la production industrielle est devenu un goulot d’étranglement.

2.2 catalyse enzymatique/cellulaire

La technologie de catalyse enzymatique/cellulaire est extrêmement importante dans le domaine de la biotechnologie alimentaire. Il est impliqué dans des processus allant de la vinification et la production de fromage à l’industrie laitière, l’industrie de la boulangerie, la transformation de la viande, l’industrie de l’amidon et du sucre, l’industrie pétrolière et les tests de sécurité alimentaire, l’industrie des boissons et des jus, etc. La plupart des enzymes peuvent accélérer considérablement le processus de réaction sans affecter l’équilibre chimique en réduisant l’énergie d’activation de la réaction chimique ou en activant le substrat, augmentant ainsi considérablement le taux de réaction.

Ces avantages sont très compatibles avec les idées de développement de l’industrie alimentaire, et la technologie de catalyse enzymatique/cellulaire est également devenue la technologie dominante pour la production industrielle de D-allulose. Bai Wei et al. [26] ont cloné le gène dpe de Clostridiumcellulolyticum H10 et l’ont exprimé et purifié dans B. subtilis. Dans des conditions optimales, 2,5 μg de l’enzyme DPE purifiée ont catalysé la production de D-allulose à partir de 500 μL de solution de D-fructose (10 g/L) pour produire de D-allulose, avec un taux de conversion de 27,3 %.

L’enzyme DPE de A. tumefaciens (AtDPE) a une faible stabilité thermique. Après avoir été modifiée par la technologie de l’ingénierie des protéines, l’enzyme DPE peut catalyser la production de 178 g/L de D-allulose à partir de 700 g/L de D-fructose dans des conditions de réaction optimales, avec un taux de conversion de 25%; Alors que l’enzyme AtDPE de type sauvage ne peut produire que 107 g/ L D Allulose [27]. L’utilisation de cellules entières pour catalyser la production de D Allulose de D Le fructose est plus pratique que la catalyse enzymatique. Le gène dpe du double mutant I33L/S213C d’a. tumefaciens a été exprimé dans E. coli. 4 g/L de bactéries peuvent catalyser 700 g/L de D-fructose pour produire 230 g/L de D-allulose, avec un taux de conversion de 33%. Cependant, lorsque l’extrait enzymatique brut a été utilisé dans la réaction, seulement 182 g/L de D  Allulose, avec un taux de conversion de 26% [28]. De plus, après avoir exprimé le gène dpe de C. cellulolyticum dans E. coli, le bouillon de culture a pu catalyser directement 750 g/L de D-fructose pour obtenir 218 g/L de D-allulose, et le taux de conversion a atteint 29% [17]. Après que le gène dpe de Clostridium bolteae ait été exprimé en E. coli, 2 g de poudre sèche cellulaire de C. bolteae ont catalysé la conversion de 750 g/L de fructose en 216 g/L d’acide aldonique, avec un taux de conversion de 28,8 % [16].

2. 3 technologie d’immobilisation

Par rapport aux enzymes libres, les enzymes/ cellules immobilisées peuvent améliorer davantage la stabilité des enzymes, prolonger la durée de vie des enzymes et présenter des avantages en matière de séparation et de réutilisation des produits que les enzymes libres ne peuvent pas égaler. Par conséquent, la production industrielle de D-allulose fait souvent appel à des enzymes immobilisées ou à la technologie cellulaire immobilisée. Itoh et al. [29] [en]ont extrait le DTE (PsDTE) de la culture de Pseudomonas sp. ST 24 et immobilisé l’enzyme sur des perles de chitoperle BCW 2503 porteurs.

Après addition du D-fructose, environ 20% du fructose a été converti en D-allulose après 48 h de réaction. Après une optimisation ultérieure, les perles de Chitopearl BCW 2510 immobilisées PsDTE peuvent convertir 25% du D-fructose en D-allulose après avoir réagissant à 40 °C pendant 60 jours [30]. Dans le processus catalytique de DPE (AtDPE) dans Agrobacterium tumefaciens, l’addition d’acide borique au système de réaction peut effectivement améliorer l’efficacité de conversion de l’ensemble du processus catalytique. En effet, la capacité de liaison de l’acide borique au D-allulose est plus forte que celle de l’acide borique au D-fructose. Dans le processus de réaction réversible, après que l’acide borique se lie à D-allulose, la concentration de D-allulose dans le système diminue. Afin de maintenir l’équilibre de l’ensemble du système de réaction, plus de substrat (D-fructose) se déplace vers l’avant (D-allulose) de la réaction. La concentration diminue. Afin de maintenir l’équilibre de l’ensemble du système de réaction, plus de substrat (D fructose) se déplace vers l’avant de la réaction (D allulose).

Cependant, il y a une limite à la quantité d’acide borique qui peut être ajouté. Lorsque le rapport molaire d’acide borique atteint 0,6, la quantité de D-allulose produite atteint un maximum. Lorsque le rapport molaire dépasse 0,6, la quantité de D-allulose produite aura tendance à diminuer [31]. Lorsque des billes de Duolite A568 sont utilisées comme support d’immobilisation, le rendement de D-allulose (441 g/L) et le taux de conversion de la réaction (63%) d’atdpe immobilisé avec addition d’acide borique sont 2,3 fois plus élevés que ceux d’atdpe immobilisé sans acide borique, et l’intensité de production est 1,3 fois plus élevée que celle d’une enzyme immobilisée sans acide borique [32]. 3 fois [32].

Lorsque l’isomérase GI du glucose de Thermus thermophilus et le mutant AtDPE (Ile33Leu/Ser213Cys) ont été fixés simultanément sur la paroi cellulaire des spores de Saccharomyces cerevisiae, le taux de conversion de catalyser la conversion du glucose en D-allulose était de 12% [33]. Le gène dpe de Ruminococcus sp. a été cloné et exprimé dans Bacillus pumilus. Après que la solution enzymatique DPE ait été purifiée et immobilisée sur une résine échangeuse d’anions, l’enzyme immobilisée a conservé environ 70% de son activité enzymatique après 10 utilisations répétées, et le taux de conversion de la réaction catalytique pouvait atteindre 26%. Par rapport au DPE produit par la bactérie originale, l’enzyme DPE a considérablement amélioré la solubilité des protéines, l’activité biologique, l’expression et la sécrétion par rapport au DPE produit par la bactérie originale [34].

3 méthodes de génie génétique 

3.1 structure enzymatique

Afin de réaliser la production industrielle de D-allulose, les chercheurs ont génétiquement modifié l’enzyme DPE en utilisant des techniques de biologie moléculaire pour lui donner le potentiel d’application industrielle. La structure cristalline protéique de l’atdpe a été analysée à l’aide de la technologie de diffraction des rayons x, qui permet d’explorer davantage le mécanisme catalytique du DPE. La modélisation moléculaire a révélé que l’atdpe est une protéase tétramérique composée de quatre sous-unités identiques a, B, C et D, comme le montre la Figure 2(a) [35]. Chaque sous-unité est composée de 8 β-plis et de 12 α-hélices, et les 8 β-plis sont étroitement entourés de 12 α-hélices, comme le montre la Figure 2(b) [35]. L’enzyme est une enzyme dépendante des ions métalliques. Glu150, Asp183, His209 et Glu244 lient les ions métalliques et forment le centre actif de l’atdpe. Trp112, Glu156 et Arg215 sont des sites clés pour la liaison du substrat enzymatique [36]. La structure tridimensionnelle du DTE de P. cichorii (PcDTE) montre que le PcDTE a un Site internetcatalytique et une structure spatiale similaires à ceux de l’atdpe, et est composé de quatre sous-unités: Mol a, Mol B, Mol C et Mol D [21], comme le montre la Figure 3.

Choi et al. [36] [traduction]ont utilisé la PCR sujette à des erreurs pour muter au hasard l’atdpe et ont examiné deux souches mutantes à haute stabilité, Ser213Cys et Ile33Leu. En même temps, les demi-vies d’un double mutant Ile33Leu/Ser213Cys (265 min) étaient respectivement de 26, 9 et 4 fois celles de l’atdpe, du Ser213Cys et de l’ile33leu, ce qui indique que la stabilité thermique du double mutant peut être améliorée en synergie par mutation de superposition. Au moyen d’une analyse de simulation moléculaire, Choi et al. [36] croyaient que le changement dans la stabilité thermique de la souche mutante pourrait être attribuable à l’augmentation des liaisons d’hydrogène et à l’empilement. Zhang et al. [37] [traduction]ont étudié les effets de différents additifs sur la stabilité de stockage du DPE à l’aide du dichroisme circulaire et de la chromatographie par fluorescence. Ils ont constaté que la structure de l’hélice α est étroitement liée à la stabilité structurale du DPE. Certains additifs (tels que le sulfate de manganèse, le fructose et l’éthylène glycol) peuvent protéger la structure α-hélice de l’enzyme DPE, tandis que l’acide ascorbique a un effet destructeur sur la structure α-hélice.

Bien que la structure cristalline de nombreux DPE/DTE ait été bien comprise ces dernières années, leur mécanisme catalytique n’est pas encore clairement défini. Afin de déterminer le rôle de certains sites d’acides aminés dans la catalyse et la liaison aux substrats, la mutagénèse dirigée vers le site est utilisée pour remplacer ces résidus d’acides aminés par des types spécifiques d’acides aminés et mesurer leurs propriétés. C’est la base pour comprendre la spécificité du substrat et la catalyse enzymatique. L’analyse Comparative des séquences d’acides aminés de DPE (AsDPE) d’agrobacterium sp. ATCC31749 et AtDPE a montré que bien que l’asdpe et l’atdpe soient semblables à 98% (seulement 6 acides aminés sont différents), l’activité spécifique de l’atdpe (8,89 U/mg) n’est que de 10% que celle de l’asdpe (90,5 U/mg) seulement de 10% de l’activité.

Afin de mieux vérifier l’effet de ces six sites sur l’activité enzymatique, différentes souches mutantes ont été construites par mutagénèse sur site pour imiter les interactions d’interface de l’atdpe. Il a été constaté qu’à l’exception de la souche mutante Asn234Asp, dont l’activité enzymatique n’était que 25,5 % de celle de l’asdpe de type sauvage, l’activité enzymatique des cinq résidus restants situés à la surface de chaque sous-unité de mutations n’entraîne qu’une diminution de 15% de l’activité enzymatique AsDPE. Ceci montre que l’asn à la position 234 est un résidu d’interface important. Après la mutation du site en Asp, l’activité enzymatique est perdue de 74,5%. La raison en est peut-être qu’après la mutation, le réseau de liaison hydrogène autour de l’interface du tétramère change (Figure 4), affaiblissant ainsi l’enzyme.#39; S capacité à lier D-fructose [38].

3.2 modification biologique moléculaire

Romero et al. [39] [traduction]ont constaté que le système d’expression du couplage bienzymatique présente de nombreux avantages. Lorsque les deux enzymes sont proches l’une de l’autre, la première enzyme peut créer un microenvironnement favorable pour que la deuxième enzyme réagisse, de sorte que la deuxième enzyme ait suffisamment de substrat, réduisant le temps de diffusion du substrat par rapport à l’enzyme, et puisse favoriser plus efficacement la réaction. Men et al. [40] [traduction]ont cloné le gène D-glucose isomérase (GI) du gène Bacillus sp. Bacillus (Bacillus sp.) D isomérase du glucose (glucose isomérase, GI) et le gène DPE du microorganisme du rumen (Ruminococcus sp.) ont été co-transformés en la souche E. coli BL21 pour créer un système catalytique à une étape D allo-céÀ propos deacide, qui peut catalyser la conversion du glucose en D allo-céto acide jusqu’à 16 %. De même, l’accouplement de GI d’acidothermus cellulolyticus et de DPE de Dorea sp. CAG 317 forme un système de co-expression qui peut catalyser la production de 89,1 g/L D-allulose à partir de 500 g/L D-glucose [41].

4. Séparation et purification de D-allulose

Dans la production de D Allulose, le produit obtenu par catalyse enzymatique du substrat doit être séparé plus loin pour séparer D Allulose D de fructose et d’autres sucres pour obtenir D haute pureté Allulose. En raison d’un manque de connaissances sur D Allulose et limites dans les méthodes de mesure, la teneur spécifique de D Les allusions dans les aliments sont rarement signalées. Depuis de nombreuses années, la séparation du D-allulose et du D-fructose pose problème. Comme les deux ont des propriétés physiques et chimiques similaires, telles que le poids moléculaire, la taille moléculaire et la charge, il est difficile de séparer complètement le D-fructose et le D-allulose en utilisant des méthodes de séparation communes.

La technologie du lit mobile simulé (SMB) est une méthode de séparation basée sur le principe de la séparation chromatographique.

Il utilise la résine échangeuse d’ions comme phase stationnaire. En raison de son faible coût d’exploitation, son fonctionnement simple et son bon effet de séparation, il convient à la production continue à grande échelle et est maintenant largement utilisé dans la séparation des produits du sucre [42]. Nguyen et al. [43] [traduction]ont utilisé la résine échangeuse d’ions Dowex 50WX4 Ca2+ comme phase stationnaire et ont simulé le processus SMB. Enfin, il a constaté que: D La pureté et le rendement de l’allulose étaient de 99. 04% et 97. La pureté et le rendement du raffinate (fructose D) étaient respectivement de 99. 06% et 99. 53%, respectivement.

Dans des conditions de fonctionnement optimisées, une séparation complète a été atteinte (pureté d’extraction 99. 36%, pureté raffinée 9 99. 67%). Les résultats simulés et les résultats expérimentaux montrent un degré élevé de concordance et de bons résultats de séparation, ce qui indique que le SMB, en tant que technique de séparation efficace, peut être utilisé dans la production réelle de D-allulose. Wagner et al. [44] [traduction]ont montré que le SMB peut être utilisé pour réaliser le fonctionnement de cascades enzymatiques à plusieurs étages en chromatographie continue. En utilisant les enzymes transglucosidase, D-xylose isomérase et DTE, la D-allulose peut être efficacement produite par l’intermédiaire des intermédiaires D-glucose et D Fructose, produisant efficacement D Allulose, qui peut être purifiée et séparée pour obtenir une pureté finale de 99. 9% et un rendement de 89%.

Li et al. [45] [traduction]ont utilisé une résine d’échange anionique pour convertir le D-fructose en acide gluconique, qui est facilement séparé de la D-allulose. L’ensemble du système est constitué de deux réacteurs à agitation continue (CSTRs) contenant respectivement une isomérase de glucose immobilisée (GI) et une oxydase de glucose immobilisée (GOD). La réaction convertit d’abord le D-fructose en D-glucose sous l’action catalytique de l’ig immobilisé, puis en acide gluconique sous l’action catalytique de dieu immobilisé.

Enfin, l’acide gluconique est adsorbé et recyclé par la résine échangeuse d’anions D309. Les résultats finaux montrent que le produit est fortement dilué en SMB et nécessite beaucoup de concentration avant la cristallisation. Cependant, la concentration de D-allulose après purification par ce système enzymatique est assez élevée, ce qui permet d’économiser beaucoup de temps de fonctionnement et est très adaptée aux applications industrielles. Bien que la matrice adsorbante utilisée dans le SMB soit relativement coûteuse, les matériaux utilisés pour immobiliser les enzymes GI et GOD et les résines échangeuses d’anions utilisées dans ce système sont communs et peu coûteux dans l’industrie, de sorte que le procédé est facile à utiliser et à augmenter à grande échelle. Enfin, le taux de purification de D-allulose a atteint 91,2%, la plus grande partie du D-fructose a été retirée du système, et la D-allulose purifiée a été encore cristallisée à une pureté de >99%.

5 résumé et perspectives

Au cours des dernières années, le D-allulose a été reconnu comme un substitut idéal du saccharose. Non seulement ila une douceur semblable à celle du saccharose, mais il est également sans calories, non toxique et facile à traiter. Il s’agit sans aucun doute d’un nouvel édulcorant idéal avec d’excellentes perspectives de marché et une valeur commerciale excellente. Cependant, à l’heure actuelle, la D-allulose ne peut pas encore être produite en grande quantité industriellement pour les raisons suivantes: ① en raison de l’influence de l’endotoxine E. coli, il existe des dangers cachés en termes de sécurité alimentaire. Dans le même temps, il y a eu relativement peu de développement et de recherche sur les hôtes d’expression enzymatique DPE de qualité alimentaire et DTE. Par conséquent, dans l’étape suivante de la recherche, des microorganismes de qualité alimentaire (tels que Saccharomyces cerevisiae, Bacillus glutamicum, Bacillus subtilis, etc.) peuvent être utilisés comme hôtes d’expression pour résoudre les défauts des souches destinées à la production industrielle. ② actuellement, toutes les enzymes DPE et DTE étudiées présentent des problèmes tels qu’une faible activité enzymatique et une faible stabilité.

Sur la base d’une certaine compréhension de la structure enzymatique, des mutations ou des modifications correspondantes peuvent être apportées à la protéine cible. Le développement d’une souche à forte activité enzymatique reste une tâche longue et ardue. ③ la plupart des études sur la production de D-allulose utilisent D-fructose comme substrat. Cependant, comparé au fructose, le sirop de fructose-glucose est moins cher et peut également être utilisé pour produire de la D-allulose sous catalyse enzymatique, ce qui est bénéfique pour réduire le coût de production industrielle de la D-allulose. ④ parce que D allulose est difficile à cristalliser, il n’est pas propice à sa séparation finale et à sa purification de la solution de réaction, ce qui augmentera considérablement la difficulté du processus de production et rendra l’opération complexe. Actuellement, il est nécessaire de développer une méthode qui peut causer D Allulose à cristalliser, de sorte que le produit peut être mieux séparé, ce qui est propice à la récupération ultérieure et réduit les coûts d’exploitation de séparation et de purification. Au fur et à mesure de l’approfondissement des recherches, le développement d’une méthode de production très efficace et peu coûteuse, adaptée à la production industrielle de D-allulose, profitera finalement au public.

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